Fattori d’inibizione di germi deterioranti e patogeni in affettati di salumeria

Carlo Cantoni

Libero Docente di Ispezione Alimenti di Origine Animale – Via Corridoni, 41 – 20122 Milano

I prodotti carnei di salumeria sono formati esclusivamente o prevalentemente da carne. A seconda del tipo di preparazione si distinguono in prodotti salmistrati crudi (prosciutto e simili, salami), prodotti salmistrati cotti (prosciutto cotto, spalla cotta, mortadella, wurstel ecc.), salsicce crude e salsicce scottate.

Nella tabella n. 1 si è riportata la classificazione tecnologica dei prodotti di salumeria.

Tabella n. 1. Classificazione dei salumi.

1) Salumi costituiti da arti intieri:	a) prodotti salati e stagionati crudi (prosciutto crudo, spalla, speck, lonza, coppa o capocollo, bresaola, lardo, pancetta, ecc.; b) prodotti salati e cotti (prosciutto cotto, spalla, cotechini, zamponi, wurstel, ecc.).
2) Salumi e insaccati costituiti da carni e grassi tritati:	a) insaccati freschi (salsicce, ecc.); b) insaccati stagionati (salami, sopresse, spianate, salsicce stagionate); c) insaccati cotti con impasto tipo farcia: mortadelle, wurstel precotti, ecc.).
3) Salumi di fusione e loro sottoprodotti:	a) strutto; b) cioccolata; c) ciccioli

Attuale presentazione commerciale dei prodotti di salumeria

Lo sviluppo delle tecniche moderne di confezionamento degli alimenti sottovuoto o in atmosfera protettiva hanno permesso la diffusione di affettati di prodotti di salumeria, garantendo sia la loro conservabilità per tutto il periodo di vita commerciale stabilito dal produttore, sia la loro sicurezza e salubrità e offrendo una maggiore praticità d’uso.

Malgrado tutti questi progressi la contaminazione nella catena alimentare è sempre possibile, a causa di agenti presenti nelle materie prime o introdotti durante le procedure di confezionamento.

Fattori condizionanti lo sviluppo di batteri nei salumi non confezionati e confezionati sottovuoto o in atmosfera modificata (MAP)

Secondo la teoria di Leistner (2000) esistono molti parametri, fisico, chimici in grado di influenzare lo sviluppo e la colonizzazione dei microrganismi negli ambienti nei quali sono conservati questi alimenti. Essi vengono raggruppati in due categorie: parametri intrinseci e parametri estrinseci (Leistner, 2000).e sono riportati nella seguente tabella (n. 2).

Tabella n. 2. Parametri intrinseci ed estrinseci condizionanti i microrganismi nei salami.

FATTORI INTRINSECI 1) pH 2) contenuto di umidità 3) disponibilità di acqua 4) potenziale ossido-riduttivo 5) struttura fisica alimento 6) proprietà nutritive 7) eventuali agenti antimicrobici presenti. 1) un basso pH (acido) favorisce crescita di LIEVITI e MUFFE,con un pH alto (alcalino o neutro) nel deterioramento predominano BATTERI (es. carni) con proteolisi e DISGREGAZIONE ANAEROBICA delle proteine (PUTREFAZIONE) 2 I diversi tipi di deterioramento ,a seconda del substrato che predomina nell’alimento,sono proteine (proteolisi o deaminazione) carboidrati (idrolisi, fermentazione) lipidi (idrolisi) 3) influenza sulla capacità di un microrganismo di colonizzare gli alimenti è possibile controllare i processi di alterazione ad es. sottoponendo un alimento ad disidratazione ® aggiunta di grosse quantità di zucchero e sale, i microrganismi vanno incontro a disidratazione per le condizioni ipertoniche creatasi e arresto crescita microbica (eccetto i microorganismi osmofili).

FATTORI ESTRINSECI Temperatura Umidità relativa Presenza di O2 e CO2 (confezionamento)

Prodotti cotti

La contaminazione batterica dei prodotti cotti è dovuta soprattutto a batteri lattici che possono causare le contaminazioni e alterazioni raccolte nella tabella n. 3.

Tabella n. 3. Contaminazione dei prodotti affettati cotti.

EFFETTO	SINTOMI	CAUSE	AGENTE
Inverdimento (superficiale e al cuore – meno frequente)	Chiazze o striature a contorni irregolari di colorito verdognolo bruno	Reinquinamento superficiale successivo alla fase di cottura (cattive norme igieniche)	Batteri lattici (eterofermentanti)
Rigonfiamento	Produzione CO2 con rigonfiamento a seguito di fermentazione zuccheri	Reinquinamento superficiale successivo alla fase di cottura (cattive norme igieniche)	Batteri lattici (eterofermentanti) Lactobacillus fermentum, L. brevis etc.
Inacidimento	Forte abbassamento dell’acidità conseguente alla produzione di acido lattico	– Sopravvivenza alla cottura (batteri lattici termoresistenti) – Sviluppo durante la conservazione di batteri lattici psicotropi	Batteri lattici (omofermentanti)
Produzione idrogeno solforato	Odore sgradevole spesso accompagnato da inverdimento	Prolungata conservazione	Lattobacilli
Filamentosità	Viscosità a livello superficiale	Reinquinamento superficiale successivo alla fase di cottura (cattive norme igieniche)	Batteri lattici Leuconostoc mesenteroides, L. brevis
Colliquazione	Colliquazione tessuto muscolare	Resistenza alla cottura	Enterococcus falcium

Nei prodotti cotti la contaminazione è dovuta a impropria igiene di lavorazione e può verificarsi lungo la catena di lavorazione. La lavorazione del prosciutto cotto e simili avviene con la salagione e la zangolatura, la cottura a 70°C-72°C, la pressatura negli stampi e l’estrazione dagli stessi, seguono la toelettatura, il confezionamento in busta di accoppiato di alluminio, la pastorizzazione a temperature superiori a 100°C e per un tempo necessario ad eliminare i germi reinquinanti durante le fasi precedenti di toelettatura, raffreddamento e affetta mento. Soprattutto in questa fase terminale (che dovrebbe venire eseguita in camera bianca, si può verificare una ricontaminazione da germi alteranti e da germi patogeni.

I batteri alteranti sono batteri lattici come Leuconostoc mesenteroires, Leuconostoc mesenteroides subsp. mesenteroides, Lactobacillus sakei, Lactobacillus sakei subsp. carnosus, Lactobacillus curvatus subsp. melibiosus, Lactobacillus plantarum, Carnobacterium divergens e altre Carnobacterium spp.

È possibile anche la presenza di Streptococcus thermophilus, di Enterococcus faecium ed Enterococcus faecalis (Korkeala e coll., 1997; Bjorkroth e coll., 1998; Chenoli e coll., 2007; Hu e coll., 2009).

Qualora presenti per insufficiente trattamento termico nessuno dei fattori di contenimento è in grado di impedire il loro sviluppo nel prodotto carneo confezionato sottovuoto per l’elevata A_w dei substrati carnei (sup. a 0,96).

Nella tabella n. 4 sono riportati esempi della resistenza al trattamento termico (tempi di riduzione decimale) di alcuni microrganismi.

Tabella n. 4. Tempi di riduzione decimale di alcuni microrganismi.

Germi non sporigeni	50°C	55°C	60°C	65°C	70°C	75°C	80°C
Salmonella ssp. (media)				0,02-0,25 min	1,2 sec
Salmonella typhimurium				0,06 min
Salmonella senftenberg				0,8-1 min
Salmonella typhi						1 sec
Mycobacterium tuberculosis				12-18 sec		5 sec
Listeria monocytogenes			5-8 min		0,1-0,3 min
Staphilococcus aureus				0,2-2 min			2 sec
Campylobacter	1,1 min
Enterobacter						3 sec
Lactobacillus spp.				0,5-1 min
Germi alteranti lieviti e muffe				0,5-3 min

Spore batteriche	100°C	105°C	110°C	121°C
Bacillus spp.	0,1-0,5 min
Bacillus cereus	5 sec			0,5 sec
Bacillus antracis	15 min
Bacillus stearothermophilus			< 300 min	4-5 min
Cl. botulinum type E	0,01 min	< 1 sec
Cl. botulinum spp.	50 min			0,1-0,2 min
Cl. sporogenes				0,1-1,5 min

Più resistenti 4tra i germi asporigeni sono gli enterococchi per i quali il tempo di riduzione decimale è di 13,6 minuti a 70°C (Pedrazzoni e coll., 1995).

Diverso, invece, è l’effetto di alcuni fattori protettivi nei confronti di patogeni eventualmente presenti, rappresentati da Cl. botulinum, C. perfringens e L. monocytogenes.

Clostridium botulinum

Il batterio appartiene al phylum dei Firmicutes (ovvero batteri Gram positivi) e alla classe dei Clostridi, Il genere Clostridium è collocato all’interno della famiglia Clostrodiaceae dell’ordine Clostridiales

Si conoscono 7 tipi sulla base della specificità antigenica della neurotossina. I sierotipi A, B, E, F causano botulismo umano; i sierotipi A e B causano anche il botulismo animale. I sierotipi C e D causano solo botulismo animale, in particolare in bovini. Su base biochimica, si distinguono ceppi proteolitici (corrispondenti ai sierotipi A ed alcuni ceppi di B e F) e non proteolitici (E ed alcuni ceppi di tipo B ed F).

Più dettagliatamente, le caratteristiche di C. botulinum sono riportate nella tabella n. 5.

Tabella n. 5. Clostrudium botulinum: gruppi, tossine e alimenti.

Gruppo	Tossina formata	Specie principali coinvolte	Alimenti implicati
I (proteolitici)	A B F	Uomo, pollame Uomo, bovini, equini Uomo	Conserve domestiche, cibi a bassa acidità Conserve domestiche, cibi a bassa acidità, insilati contaminati con carcasse di roditori Conserve domestiche
II (non proteolitici)	B E F	Uomo Uomo, pesce (salmone) Uomo	Rare epidemie dovute a salumi fatti in casa Prodotti a base di pesce Rari casi
III	C D	Uccelli, bovini, cavalli Bovini, ovini	Carcasse di vertebrati e invertebrati Insilati, lettiere Carcasse o ossa di piccoli animali
IV	G	?

	gruppo I	gruppo II
– Valore minimo di pH per la crescita	4,5	5,0
– Valore minimo di Aw per la crescita	0,95	0,97
– Temperature di sviluppo minima massima ottimale concentrazione di inibizione di NaCl	+ 10°C 45-50°C 40°C 10%	+ 3,3 40-45°C 30-35°C 5%

Clostridium perfringens

C. perfringens appartiene al phylum dei Firmicutes (ovvero batteri Gram positivi, e alla classe dei Clostridi. Il genere Clostridium è collocato nella famiglia Clostridiaceae e all’ordine delle Clostridiales.

Vi sono cinque tipi di C. perfringens (A, B, C, D. E) che sono identificati con il tipo principale di tossina da essi prodotta (alfa, beta, iota, epsilon e teta sono prodotte complessivamente 12 tossine).

Le principali tossine prodotte da ceppi di C. perfringens sono riportate nella tabella n. 6.

Tabella n. 6. Tipi di C. perfringens e tossine prodotte.

Ceppi di C. perfringens	Tossine
tipo A	alfa
tipo B	alfa, beta, ed epsilon
tipo C	alfa, beta
tipo D	alfa, epsilon
tipo E	alfa, iota

I ceppi responsabili delle intossicazioni umane appartengono ai ceppi A, i quali elaborano una enterotossina (CPE+) sensibile al calore (75°C).

I ceppi causa di intossicazione nella specie umana sopravvivono la trattamento a 100°C. Il C. perfringens cresce in un intervallo di temperatura compreso tra 15°C e 50°C con un optimum di 43-45°C. Il valore minimo di A_w è 0,92-0,95 e il pH minimo 5,0.

L’inibizione della crescita dei clostridi nei prosciutti cotti è dovuto a due fattori di protezione: lo stress termico, e la capacità del nitrito di inibire l’accrescimento dei germi dopo la germinazione per l’inibizione do enzimi contenenti ferro e zolfo all’interno delle cellule dovuta all’ossido d’azoto oppure inibendo la germinazione delle spore.

Listeria monocytogenes

Lysteria monocytogenes è un batterio Gram positivo, asporigeno, anaerobio facoltativo mobile a 28°C per la presenza di flagellli peritrichi (da 1 a 5), catalasi positivo ma ossidasi negativo. Il microrganismo cresce in un range di temperatura molto largo (tra i + 3°C e i 45°C con un Optimum tra i 30°C e i 38°C. Esso si mantiene vitale anche a 0°C e fino a temperature prossime a quelle usate per la pastorizzazione, questo fa sì che la sua presenza tra i microrganismi infettanti negli alimenti a consumo umano ne sia tra quelli più presenti ed infestanti.

Ha buona resistenza a condizioni di pH (tra 4,4 e 4,6) e d temperatura, caratteristiche che la rendono una potenziale contaminante di alimenti, anche se conservati in frigorifero. È un parassita intracellulare, riuscendo a evadere efficacemente dal fagosoma.

Appartiene al genere Listeria, famiglia Listeriaceae, ordine Bacillales, classe Bacilli, phylum Firmicutes.

Lo sviluppo di L. monocytogenes è condizionato dall’aggiunta di nitrito al prodotto carneo.

Parecchi ricercatori (Buchanan e coll., 1989; Juntilla e coll., 989; McClure e coll., 1993; McKeiler e coll., 1987; Ngutter e coll., 2003; Nyachuba e coll., 2007; Augustin e coll., 2007) hanno dimostrato l’attività di NaNO₂ verso alcuni germi patogeni compresa L. monocytogenes, è potenziata in concomitanza per la presenza di NaCl, di temperatura di refrigerazione e di A_w (0,94). La quantità di NaNO₂ attiva è risultata pari a 100 ppm.

Ad esempio Duffy e coll. (1994) hanno inoculato fette di prodotti carnei cotti confezionati sottovuoto conservandoli a 0°C e 5°C. Con la loro esperienza i ricercatori citati hanno riscontrato l’aumento della fase di latenza (log fase) in presenza di NaCl durante il calo del pH (da 6m5 a 5,9) e dell’A_w (0,99 ® 0,96) con arresto di crescita alle basse temperature di conservazione.

In un’altra esperienza, ricercatori della Iowa University hanno constatato l’arresto di crescita di L. monocytogenes in presenza di lattato/diacetato (Schrader e coll., 2009). L’aggiunta del 0,8-3,6% di NaCl e del 3,2% di lattato e del 0,24% di diacetato al ??? (30-100 ppm) hanno dimostrato attività antilisteria.

Salami e prosciutti crudi

I possibili contaminanti di prodotti e di insaccati fermentati e di prodotti stagionati sono riportati nella tabella n. 7.

Tabella n. 7. Contaminazioni di insaccati fermentati stagionati e di prodotti stagionati.

Contaminazioni su insaccati fermentati stagionati

Effetto	Controllo agente	Cause	Agente
Inquinamento batterico patogeni	Impiego di colture batteriche selezionate	– Eccessivo inquinamento prodotto durante le fasi di lavorazione – Fermentazione non corretta	Salmonelle Listeria m. Staphylococcus aureus Clostridium perfringens, Clostridium botulinum
Muffe tossigene in superficie	Impiego colture muffe selezionate	Ammuffimento naturale e non controllato della superficie	Aspergillus, Penicillium produttrici di micotossine
Nitriti – nitrati	Impiego nelle dosi stabilite per legge	Impiego eccessivo

Contaminazioni su prodotti stagionati

Effetto	Sintomi	Cause	Agente
Ammuffimento	Ammuffimento superficiale e in caso di lesioni anche in profondità	Stagionatura non corretta	Penicillium, Aspergillus
Inacidimento	Forte abbassamento dell’acidità	Si verifica nei salumi sottovuoto	Streptobatteri
Putrefazione	Cattivi odori in corrispondenza dell’osso	Non omogenea penetrazione del sale	Generi Clostridium, Sarcina, Bacillus, Aerococcus
Viscosità superficiale	Viscosità a livello superficiale	Eccesso umidità e scarsa ventilazione durante la stagionatura	Batteri lattici

Salami

I salami fermentati prodotti in UE si dividono in due gruppi:

1) salami crudi affettabili (salami, Summer sausage, ecc.);

2) salami crudi spalmabili (Teewurst-Mettwurst).

In base al metodo di fermentazione si distinguono in:

– salami a fermentazione rapida;

– salame a fermentazione medio-rapida;

– salami fermentati.

A seconda dell’umidità contenuta si dividono in:

– umidi con 10% di calo peso;

– semisecchi con il 20% di calo peso;

– secco con il 30% di calo peso.

Nel nostro Paese sono preparati salami del primo gruppo in prevalenza.

Nei salami e, anche nei prodotti a pezzo carneo unico (prosciutti, coppe, bresaole ecc.) i fattori più comuni responsabili della loro salubrità e conservabilità (stabilità) sono:

• attività dell’acqua (a_w);

• pH;

• umidità relativa tempo/temperatura;

• % di NaCl nelle salamoie;

• tipo di microflora;

• tecnica di lavorazione.

Questi fattori possono pure riuscire importanti per garantire la salubrità/stabilità di alcuni prodotti:

• acidità titolabile (% acidità);

• contenuto di umidità;

• confezionamento sottovuoto o in atmosfera modificata (MAP);

• pressione idrostatica (HPP);

• estratti di spezie e spezie stesse.

Con i prodotti carnei essiccati, l’attività dell’acqua è probabilmente il fattore più importante a cui si deve la loro stabilità. Per i più comuni microrganismi possibilmente presenti in questi prodotti i valori minimi di a_w sono i seguenti:

– Campylobacter 0,98

– Pseudomonas 0,97

– C. botulinum (non proteolitici) 0,96

– C. botulinum (proteolitici) 0,93

– C. perfringens 0,93

– la maggior parte di LAB 0,95

– Salmonelle 0,94

– E, coli =157:H17 0,95

– L. monocytogenes 0,92-0,94

– alcuni LAB 0,92

– S. aureus (anaerobico) 0,90

– S. aureus (aerobio) 0,85

– A. flavus 0,80

Nella tabella seguente sono riportate le a_w medie di prodotti di salumeria prodotti nel nostro paese.

Tabella n. 8. a_w e stabilità commerciale di salumi.

Prodotto	aw	pH	Confezionamento	Temperatura/Tempo
				T°C	Giorni
Prosciutto crudo	0,90 – 0,93	6,0	Sottovuoto	4, 20	60
Prosciutto crudo	0,90 – 0,93	6,0	AP (30% CO2 + 70% N2)	4, 20	60
Salame Milano	0,95	5,4	AP (30% CO2 + 70% N2)	4, 8, 15, 21, 25	90
Salame Milano	0,94	5,2	AP (30% CO2 + 70% N2)	4, 8, 15, 21, 25	90
Salame magro tondo	0,94	5,1	AP (30% CO2 + 70% N2)	4, 8, 15, 21, 25	90
Salame gentile	0,93	5,7	AP (30% CO2 + 70% N2)	4, 8, 15, 21, 25	90
Salame magro pressato	0,95	5,2	AP (30% CO2 + 70% N2)	4, 8, 15, 21, 25	90
Pancetta arrotolata	0,94	5,7	AP (30% CO2 + 70% N2)	4, 8, 15, 21	60
Bresaola	0,93	6,0	AP (30% CO2 + 70% N2)	4, 8, 15, 21	60

Salami stagionati

I salami stagionati prodotti nel nostro Paese sono microbiologicamente salubri e stabili. Ciò è ottenuto per la combinazione contemporanea di differenti fattori come individuato da Leistner (1995). La salubrità dei prodotti essiccati è basata sulla migrazione del sale nella carne e dall’aggiunta di nitrito. Il sale diminuisce l’attività iniziale dell’acqua inibendo o ritardando la crescita di molti microrganismi deterioranti favorendo nel contempo, lo sviluppo di LAB normali o di LAB starter e di stafilococchi starter.

L’aggiunta di nitrito all’inizio del processo fermentativo per la stabilità del prodotto specialmente perché inibisce lo sviluppo di salmonella (Poulanne, 1977). Il nitrito sotto forma di acido nitroso in dissociato (HNO₂) è in grado di passare la barriera ionica della parete della cellula batterica e di disturbare la funzionalità degli enzimi batterici e quindi la crescita batterica (Cook e coll., 1983; Pierson, 1987). L’abbassamento del pH verso valori di 5 provoca la riduzione del nitrito sotto forma di ossido d’azoto (3H₂NO₂ ® 2NO + H₂O + HNO₃) (Poulanne, 1977).

Durante il primo giorno di fermentazione la crescita dei microbi nell’impasto del salame utilizza tutto l’ossigeno presente nella matrice carnea e inglobato durante la tritatura. Ciò riduce il potenziale di ossidoriduzione (redox) rendendo il nitrito aggiunto più efficace e blocca la crescita dei batteri aerobi Gram negativi (Pseudomonas e altri) presenti nella carne fresca (Lucke e coll., 1987; Krockel e coll., 1995). Dopo pochi giorni di fermentazione si verifica la presenza di un elevato numero di LAB, i quali scindendo gli zuccheri naturali, o quelli aggiunti, producono acido lattico con conseguente diminuzione del pH con conseguente leggera azione inibenti i batteri non lattici (Luecke, 1980; Cherrington e coll., 1991).

L’ostacolo (o fattore) principale che favorisce la crescita di lattobacilli e di stafilococchi coagulasi negativi è la bassa attività dell’acqua del salame (Krockel, 1995). Il basso valore di pH diminuisce la capacità di ritenzione dell’acqua della carne favorendo il decorso della disidratazione del tessuto carneo.

Inibizione di batteri patogeni presenti nei salami fermentati

La crescita di enterobatteri, come la Salmonella è inibita dell’acido nitroso derivato dal nitrito, dalla bassa tensione dei ossigeno e dall’attività dell’acqua (a_w) (Smith e coll., 1975; Poulanne, 1977; Sirvie, 1977).

In proposito, la rapida diminuzione dell’attività dell’a_w al di sotto di 0,94 ha l’effetto di distruggere gli enterobatteri rompendo la parete di seguito alla sottrazione di umidità.

La combinazione sale, nitrito, bassa a_w e pH impedisce lo sviluppo di L. monocytogenes come verrà specificato di seguito.

Inibizione della crescita di Listeria nell’impasto di salami interi ed affettati

Diversi lavori sono stati effettuati da ricercatori italiani e stranieri per verificare il comportamento di L. monocytogenes in fette di salame. Si elencano i più significativi: Zdolee e coll. (2007), Garofani e coll. (2008), Coppet (2007), Comin e coll. (2009),  De Bernardinis e coll. (2009), Dominelli e coll. (2011).

Tutti questi ricercatori hanno dimostrato non solo l’attività inibitrice degli impasti nei confronti di L. monocytogenes, ma anche la diminuzione del numero di cellule del microrganismo durante la stagionatura o il confezionamento delle fette in MAP.

In particolare Grisenti e coll. (2009) hanno potuto dimostrare che L. monocytogenes non si sviluppa nei salami giunti a maturazione che presentano un valore di a_w compreso da 0,92 a 0,95 e dei valori di pH da 5,1 a 5,7. Questa inibizione è stata osservata sia a temperature di refrigerazioni normali (da +4 a +8°C) sia a temperatura ambiente di 15°, 21° e 25°C.

Anche E. coli O157:H7 è inibito ed eliminato nei salami essiccati stagionati tanto che il FSIS ha sospeso le indagini dopo aver fatto esaminare 10.000 campioni dal 2000 al 2009 (Scott-Thomas, 2011).

Prodotti carnei salati ed affettati (bresaole, pancetta, prosciutti)

Grisenti e coll. (2008) hanno valutato il possibile accrescimento di L. monocytogenes in pancetta preaffettata e confezionata in atmosfera protettiva durante la vita commerciale del prodotto. I ricercatori non hanno registrato alcun aumento delle L. monocytogenes inoculate evidenziando contemporaneamente una drastica riduzione delle cellule a 4°C, 8°C, 15°C. Per questo prodotto i fattori inibenti sono dovuti ad a_w, nitrito, e con inoltre probabilmente  agli acidi grassi liberi prodottosi per auto lipolisi durante la maturazione e per durata della vita commerciale.

Grisenti e coll. (2004) hanno controllato il comportamento di L. monocytogenes in prosciutti crudi interi, in tranci confezionati e in fette in atmosfera protettiva. I valori di a_w dei prodotti erano compresi tra 0,90 e 0,93 e le temperature di conservazione alle quali son ostati mantenuti risultavano pari a 3-8°C e 20°C e in tutti i campioni esaminati questi ricercatori hanno constatato nessun accrescimento di L. monocytogenes con la riduzione progressiva delle cellule batteriche.

Nel 2005 Comi e coll. hanno esaminato l’andamento di L. monocytogenes in porzioni di prosciutto crudo confezionati sottovuoto e in MAP (15% CO₂/85% N₂) una parte addittivata con sodio lattato/sodio diacetato (1,5%-1%) registrando la riduzione del numero delle Listerie inoculate indipendentemente dall’attività dei conservanti aggiunti.

Nel 2009 Barbuti e coll. hanno validato il processo produttivo del prosciutto crudo per l’inattivazione di L. monocytogenes. I risultati ottenuti con la sperimentazione hanno dimostrato che il processo produttivo è in grado di maturare sia L. monocytogenes che Salmonella spp. In questa lavorazione i fattori inibenti sono la modalità di salagione iniziale e la progressiva diminuzione della a_w tessutale.

Nel 2010 Boni e coll. hanno verificato il comportamento di L. monocytogenes durante il periodo di vita commerciale del prosciutto crudo di Modena, nell’ipotesi di ricontaminazione in corso di porzionatura in tranci o successivo confezionamento sottovuoto.

In base ai risultati ottenuti questi ricercatori hanno evidenziato che il prosciutto crudo di Modena non è un alimento in grado di supportare la crescita di L. monocytogenes. Tale situazione si è verificata sia a 5°C, 10°C e 20°C.

Altro prodotto esaminato è stata la bresaola.

Si sono occupati del salume Cantoni e coll. (2006), Frustoli e coll. (2007) e Miraglia e coll. (2009).

I primi ricercatori citati hanno escluso la possibilità di sopravvivenza di L. monocytogenes durante il processo di produzione. I restanti hanno considerato la possibilità di ricontaminazione del prodotto durante l’affettamento e il comportamento di L. monocytogenes durante la vita commerciale.

I risultati ottenuti in queste prove hanno dimostrato la riduzione del patogeno durante la vita del prodotto garantendo così la sicurezza alimentare del salume.

Le conclusioni raggiunte segnalano l’impossibilità di crescita di L. monocytogenes e la sua costante inattivazione durante la conservazione e quindi i risultati ottenuti devono essere attribuiti alle caratteristiche chimico fisiche del prodotto (sale, a_w e nitrito) oltre alla competizione esercitata dai lattici sviluppatisi nelle confezioni.

Inoltre, risultati identici, relativi al comportamento di L. monocytogenes, E. coli O157:H7 e Salmonella spp. erano stati ottenuti da Ng e coll. nel 1997.

Altri fattori condizionanti lo sviluppo di germi alteranti o deterioranti gli alimenti

Il confezionamento sottovuoto e in atmosfera modificata

1) Confezionamento sottovuoto

Le azioni del sottovuoto nei confronti dei microrganismi sono duplici e precisamente una azione inibitrice ed una selettiva come di seguito sintetizzato:

– Azione inibitrice:

• particolarmente accentuata sui germi aerobi,

• aumento della fase di latenza,

• ridotta velocità di moltiplicazione,

• limitata densità cellulare massimale (numero germi in fase stazionaria).

– Azione selettiva:

• soppressione quasi totale Pseudomonas (70% flora microbica iniziale),

• moltiplicazione anaerobi facoltativi,

• batteri lattici, in particolare dominano i lattobacilli (50-60% del totale),

• i lattobacilli inibiscono le Enterobacteriaceae,

• Brochothrix thermosphacta: nelle carni a pH elevato raggiunge il 40%

• Salmonella e C. botulinum sono inibiti totalmente se sono rispettare le condizioni di refrigerazione.

Il confezionamento in atmosfera protettiva

Il confezionamento in MAP consiste nella estrazione dell’aria dalla confezione con la sua sostituzione con gas quali la O₂, la CO₂ e l’N₂ in proporzioni diverse a seconda del prodotto.

I vantaggi del confezionamento in atmosfera protettiva consistono in:

1) eliminazione della confezione dovuto alla pressione esterna;

2) miglioramento delle caratteristiche batteriostatiche della confezione e, quindi, aumento della vita commerciale;

3) mantenimento del colore rosso della carne rossa.

Il gas attivo nei confronti dei batteri aerobi deterioranti è la CO₂ che si scioglie nell’acqua tessutale e nel grasso abbassando il pH del prodotto carne.

Per i salumi affettati si usano di solito concentrazioni di 30% CO₂ + 70% di N₂.

Impiego di colture bioprotettive

Colture batteriche possono venire aggiunte a prodotti a base di carne per impedire la crescita di patogeni e per aumentare la loro vita commerciale e sono denominate “protettive”.

La loro capacità antagonista è dovuta alla inibizione per competizione dei nutrienti e alla produzione di uno o più metaboliti attivi riportati e sono costituite da germi lattici (LAB) nella tabella n. 9.

Tabella n. 9. Effetti antimicrobici dei batteri lattici.

Effetto antimicrobico…	Diretto contro…
Sintesi di acidi organici	Batteri Gram negativi putrefattivi: Enterobacteriaceae, Pseudomonas spp., Alteromonas spp., Shewanella spp.
Sintesi di batteriocine (polipeptidi a basso peso molecolare, 35.000-45.000 D capaci di bloccare la crescita di altre forme microbiche)	Altri batteri lattici Batteri Gram positivi alteranti
Produzione di perossido di idrogeno (acqua ossigenata H2O2)	Batteri Gram negativi e Gram positivi putrefattivi e patogeni
Metaboliti a basso peso molecolare (diacetile, reuterina)	Per lo più, batteri Gram negativi
Effetto competitivo per principi nutritivi e spazio vitale	Batteri Gram positivi e Gram negativi alteranti

Le batteriocine sintetizzate dai lattici esercitano azioni antibatteriche diverse, hanno diverso peso molecolare, diversa origine genetica e proprietà biochimiche e quindi sono divise in quattro gruppi: I) lantobiotici; II) piccoli peptidi stabili; III) proteine di grosse dimensioni labili al calore e IV) complessi proteici (Nes, 1996; Klaenhammer, 1996).

Il gruppo II è il più interessante per l’industria delle carni.

Per esempio, la curvicina A (Tichaczek e coll., 1992) e le sakacine A.PeK (Holk e cll., 1992; Tichaczek e coll., 1992; Hugas e coll., 1995) prodotte da ceppi di L. curvatus e di L. sakei sono molto attive nei confronti degli altri LAB e di L. monocytogenes, mentre la pediocina PA-1/AcH sintetizzata da Pediococcus acidilactici, P. parvulus e L. plantarum inibiscono la crescita di S. aureus, L. monocytogenes e C. perfringens legandosi alla parete cellulare (Bhunia e coll., 1988, 1991; Christensen e coll., 1992; Luchonsky e coll., 1992; Klaenhammer, 1993; Eijsink e coll., 1998). Similmente al modo di azione della lisina (classe I), anche le batteriocine di classe II formano pori nelle pareti cellulari batteriche che causano la fuoriuscita di ioni (Bhunia e coll., 1991; Chikindas e coll., 1993; Kaiser e coll., 1996; Chen e coll., 1997) ma non si verifica alcuna scissione dell’ATP causata dai piccoli pori provocati da queste batteriocine differentemente da quanto avviene con i pori formati dalle batteriocine del tipo I. Tuttavia l’ATP cellulare è consumato per mantenere integre le forze protoniche dissipate dalla formazione dei pori (Chen e coll., 1995).

L’attività antibatterica delle batteriocine si esercita solo nei confronti dei germi Gram positivi poiché i batteri Gram negativi posseggono due membrane attraverso le quali le batteriocine idrofobiche non possono penetrare (Helander e coll., 1997). Lo strato più interno della membrana esterna, infatti, è fatto da glicerofosfolipidi, mentre quello esterno è formato da lipopolisaccaridi. A loro volta i lipopolisaccaridi sono composti da uno strato interno lipidico e idrofobico e da uno esterno eteropolisaccaridico idrofilico, che è stabilizzato da cationi divalenti (Nikido e Vaara, 1985). Questa struttura spiega l’impossibilità di penetrazione delle batteriocine prodotte dai LAB. Ceppi di Lactobacillus sakei e di Lactobacillus curvatus sono stati impiegati per impedire lo sviluppo di lattici deterioranti in fette di prosciutto cotto confezionate in atmosfera protettiva (CO₂/N₂) con esito favorevole consentendo l’aumento della durata della vita commerciale (Bredholt e coll., 2001; Meetaxopoulus e coll., 2002; Hu e coll., 2008; Comi e coll., 2011). Va segnalata che l’inibizione dei lattici deterioranti è rafforzata anche dall’azione della CO₂ presenti nella MA.

L. sakei (bac +) inoculato in prosciutto cotto ha dimostrato anche la capacità di inibire lo sviluppo di L. monocytogenes (Alves e coll., 2006).

Nei salami crudi l’attività inibente è stata documentata più volte. Come esempio riportiamo il protocollo delle prove eseguite dalla BIOAGRO (comunicazione personale) con un ceppo di L. sakei (SA8) inoculato in impasto di salame contaminato con Listeria.

L’impasto carneo per salame nominato SA8 è stato inoculato con 1×10⁶ U.F.C./g di Lactobacillus sakei TH579 (concentrazione consigliata nella busta commerciale di SA8) e con 1×10³ U.F.C./g di Listeria innocua. Il campione di controllo è stato inoculato solamente con 1×10³ U.F.C./g di Listeria innocua.

Il test è stato condotto in quattro ripetizioni; ad ogni prova sono state effettuate delle conte microbiche in terreno MRS pH 5,7 incubato a 30°C × 72 ore per i lattobacilli e in terreno ALOA 37°C × 48 ore per Listeria, le conte sono state eseguite al momento dell’impasto, a sette e a venti giorni. I valori riportati nella tabella n. 10 sono la media delle quattro prove.

Tabella n. 10. Cariche microbiche espressse in U.F.C./g.

Campione	Stagionatura giorni	Listeria U.F.C./g	Lattici U.F.C./g
Controllo	0 7 20	1,0E+03 6,1E+0,4 6,7E+05	4,6E+04 6,9E+07 1,3E+08
SA8	0 7 20	1,1E+03 8,1E+0,2 6,1E+02	8,5E+05 4,4E+08 5,3E+08

Nel campione SA9 risulta ben evidente che lo sviluppo di Listeria viene completamente inibito, mentre nel campione di controllo (ctr) Listeria si sviluppa liberamente sino ad arrivare a una concentrazione superiore di ben due logaritmi in 2 giorni (Fig. 1).

La popolazione di batteri lattici indigeni nel controllo presenta una concentrazione iniziale più bassa rispetto al campione inoculato con Lactobacillus sakei, il tasso di crescita è comunque simile, entrambi i campioni arrivano ad una concentrazione finale superiore a 10⁸ U.F.C./g, evidentemente i batteri lattici indigeni non sono in grado di competere e di frenare la crescita di Listeria.

L’azione inibitoria di Lactobacillus sakei nei confronti di Listeria si interpreta in una rapida colonizzazione dell’impasto e nella conseguente attività acidificante, oltre che nella competizione per le sostanze nutritive. Il ceppo inoculato presenta un buon tasso di crescita anche a basse temperature, l’acido lattico prodotto assieme all’azione del sale e alla progressiva riduzione dell’acqua libera blocca lo sviluppo di Listeria.

Risultati analoghi sono stati ottenuti di recente da Castro e coll. (2011).

Metodi chimici e fisici per la salubrità di salumi affettati

Due acidi organici, il potassio lattato (PURASAL, Hipure P) e una miscela di potassio lattato e di sodio diacetato hanno dimostrato di esercitare effetto batteriostatico nei confronti di L. monocytogenes ed è attualmente impiegata in insaccati (Millefont e coll., 2007).

Un nuovo conservante è stato ultimamente messo a punto dalla LAMIRSA con la collaborazione della tedesca Inc. USA e si tratta dell’arginato laurico.

Il composto è un etilestere N°lauril-Larginina-monocloridrato denominato LAE.

LAE è un conservante efficiente con un largo spettro di azione, attivo sui batteri Gram positivi e Gram negativi, lieviti e muffe (Univ. Barcellona, 2004). La contaminazione microbica e la moltiplicazione avvengono nella fase acquosa dei prodotti alimentari, l’eccezionale attività del LAE è parzialmente dovuta alla solubilità del composto (g 247/l di acqua) il coefficiente di partizione tra acqua e olio è superiore a 10). LAE è stabile e mantiene la sua attività a pH compresi tra 3 e 7 e a temperature sotto 106,1°C (LHA, 2001 a,b).

La proprietà antibatterica di LAE è dovuta alla sua azione sulla membrana citoplasmatica dei microrganismi in modo tale da alterare i processi metabolici e il loro normale processo vitale è inibito senza provocare la lisi cellulare.

Il prodotto può essere addizionato ai prodotti carnei anche prima della loro cottura.

Per concludere, l’effetto dell’applicazione di pressione elevata per eliminare i batteri presenti nelle fette di prosciutto cotto confezionate sottovuoto è stato attuato da Han e coll. (2011) impiegando pressioni di 400-600 MPa per 10 minuti alla temperatura ambiente di 22°C.

Il trattamento ha dimostrato un effetto sul maggior numero dei batteri alteranti presenti sulle fette di prosciutti cotti.

Ambedue gli impieghi dei sistemi di sanificazione devono essere continuati per ulteriori approfondimenti.

Bibliografia

Alves V.F.; Martinez R.CR.; Martinez C.R.; Lavrador M.A.S. & De Martinis E.CP. (2006), Meat Science 74, 623-627.

Anonimo (2010), Latest Science artiche. Latest Sciences-articles, Com.

Augustin J.C.; Zuliani V. & Garry P. (2007) 5th Int. Conference predictive modelling in foods, pp. 107-110. ICPM.F.

Barbati S.; Grisenti M.S., Frustoli M.A. & Parolari G. (2009), 55§ ICOMST. www.icomst2009.it

Bhumia A.; Johnson M. & Rey B. (1988), J. Appl. Bacteriol. 65, 261-268.

Bhumia A.; Johnson M.; Rey B. & Kalchayanad N. (1001), J. Appl. Bacteriol. 70, 25-33.

Bjorkroth K.J.; Vandamme P. & Korkeala H.J. (1998), Appl. Envir. Microbiol. 64, 3313-3319.

Boni P.; Gobbini S.; Romagnoli L.; Oliviero E.; Finazzi G. e Daminelli P. (2010), Premiata Salumeria Italiana 10, 131-134.

Buchanan R.L.; Stahl H.G. & Writing B.C. (1989), J. Food Prot. 52, 844-851.

De Bernardinis F.Finazzi G.;Daminelli P.;Bertolassi R.;Bonometti E,&Boni.P.(2009) Industrie alimentari 48,40-47

Castro M.P.; Palevicino N.Z.; Herman C.; Garro O.A. & Campos C.A. (2011), Meat Sci. 87, 321-329.

Chen Y. & Montville F. (1995), J. Appl. Microbiol. 79, 684-690.

Chen Y.; Shapira R.; Eisenstein M. & Montville T. (1997), Appl. Environ. Microbiol. 63, 524-531.

Chenoli E.; Macian M.C.; Elizaquirei & Aznar R. (2007), J. Appl. Microbiol. 102, 498-508.

Chikindas M.; Garcia-Garcera M.; Driessen A.; Ledeboer A.; Nissen-Meyer J.; Nes L. & coll. (1993), Appl. Environ. Microbiol. 59, 3577-3584.

Christensen D. & Hutchins R. (1992), Appl. Environ. Microbiol. 58, 3312-3315.

Comi C.; Urso R.; Paiani M. e Ottaviani S. (2005), Industrie alimentari 44, 272-276.

Comi C.; Ottaviani S.; Nattei C.; Mitri E.; Menardi G., Amianto D. e Iacumin L. (2011), Ing. alimentare 8, 14-16.

Comin D.; Cassini S.; Palusco A.; Catellani P.; Fornasiero E. e Mioni R. (2009), AIVI 1, 85-86.

Coppet V.; Christiens S. & Huchet V. (2007), Viandes produts carnees 25, 127.

De Bernardinis F.; Finazzi G.; Daminelli P.; Bertolassi R.; Bonomelli F. e Boni P. (2009), Industrie alimentari 48, 40-47.

Duffy L.L.; Vanderlinde P.B. & Gran F.H. (2004), Int. J. Food Microbiol. 23, 377-390.

Eijsink V.; Skele M.; Middelhoven P.; Brurberg M. & Nes I. (1998), Appl. Environ. Microbiol. 64, 3275-3281.

Epley R.J.; Addis P.B. & Warthesen J.J. (1992), Nitrite mineral. Un. Missesota, www.estensionumn.edu/distribution/nutrition/DS0974/htlm

Erkkilas S. (2001), Bioprotective and prebiotico meat starter culturas for the fermentation of dry sausages, Thesis pag. 1-66. Un. Helsinki.

Frustoli M.A.; Cigarini M.; Garritani A.; Garulli S.; Bovis N., Schivzappa C. & Barbuti S. (2007), Industria Conserve 83, 21-25.

Garofoli D.; Garulli S.; Cigarini M.; Grisenti; Frustoli M.A. e Barbuti S. (2008), Industria conserve 83, 39-44.

Glass K.; McDonnell L.; Sawyer C. & Claus S. (2008), AMIF Final Report, 3 July 2008. Un. Wisconsin-Madison.

Grisenti M.S.; Lori D.; Vicini L.; Bovis N.; Pedrelli T. e Barbuti S. (2004), Industria Conserve 73, 3-12.

Grisenti M.S.; Cigarini M.; Pedrelli T.; Pastori C. e Barbuti S. (2008), Industria Conserve 83, 31-38.

Grisenti M.S.; Frustoli M.A.; Garofoli D.; Cigarini M. e Barbuti S. (2009), 55 Icomst. www.icomst2009.dk.

Han Y.; Ijang Y.; Xu X.; Sun X.; Xu B. & Zhou G. (2011), Meat Science 88, 682-688.

Helander I. & Mattila-Sandholm T. (2000), J. Appl. Microbiol. 88, 213-219.

Holck A.; Axilsson I.; Birkeland S.A.; Aukurst T. & Bloom H. (1992), J. Gen. Microbiol. 138, 2715-2720.

Hu é.; Xu X.L.; Zhou G.H.; Han Y.Q.; Xu B.C. & Liu J.C. (2008), Meat Science 80, 462-469.

Hu P.; Zhou G.; Xu X.; Li C. & Han Y. (2009), Food control 20, 98-104.

Hugas M.; Garriga M.; Aymendi M. & Montfort J. (1995), J. Appl. ???

Juntilla J.R.; Hirn J.; Hill P. & Nurmi E. (1989), Lancet 8636: 158-161.

Kaiser A. & Montville T. (1996), Appl. Environ. Microbiol. 62, 4529-4535.

Klaenhammer T. (1993), FEMS Microbiol. Rev. 12, 39-87.

Korkeala H.L. & Njorkroth K.J. (1997), J. Food Prot. 60, 724-731

Leistner L.&Gorris L:G.<G.M (1995).Trends in food science &technology 6,41-45

Leistner L. (2000), Int. J. Food Microbiol. 55, 181-186.

LMA 025/003269 (2001), LAE physical properties, UK: Hundington, Life Science.

LMA 025/003269 (2001), LAE Abiotic degradation hydrolisis as a function of pH: UK: Hundington, Life Science.

Lucke F. & Hechelmann (1987), Fleischwirtschaft 67, 307-314.

Luecke F. (1980), Antimicrobial food additives, in Cherrington C.; Hinton M.; Mead M.; Chopra 1991: Organic acids: Chemistry antibacterial activity and pratical applicatons, Physiol. 32, 87-108.

McClure P.J. ???, (???), Int. J. Food Microbiol. 14, 77-91.

McKeller R.C.; Butler G. & Stamdi K. (1997), Food Microbiol. 14, 815-820.

Metaxopoulos J.; Mataragas M. & Drosinos E.H. (2002), J. Appl. Microbiol. 93, 363-373.

Millefont L.A. & Ross T. (2007), J. Food Protection 70, 2297-2305.

Miraglia V.; Finazzi G.; Daminelli P.; Bonimetti E.; Gregorelli M.L. e Boni P. (2009), Industrie alimentari 48, 58-64.

Moll G.N.; Konings W.N. & Diessen A.J. (1999), Antoine van Leeuwenhoek 69, 185-191.

Nes I.F.; Diep D.B.; Havarstein L.S. & Brurberg M.B. (1996), Antoine van Leeuwenhoek 70, 113-128.

Ng N.F.; Langlois B.E. & Moody W.G. (1997), J. Food Protection 60, 1541-1547.

Ngutter C. & Donnelly C. (2003), J. Food Prot. 66, 2252-2257.

Nikaido H. & Vaara T. (1985), Microbial Rev. 49, 1-32.

Nyachuba D.G.; Donnelly C.W. & Howard A.B. (2007), J. Food Sci. 72, M267-M275.

Pedrazzini I.;Quintavalle S.; Scaramazza N. e Campanini M. (1995), Industria Conserve 76, 13-20.

Poulanne E. (1977), J. Scient. Agric. Soc. Finl. 49, 1-103.

Schrader R.D.; Cordray J.G.; Sebranek J.G.; Dikson J.S. & Aubrey F. (2009), The meat site www.themeatsite.com/articles/???/control.

Schlyter J.H.; Glass K.A.; Loeffelholz J.; Degner A.J. & Luchansky J.B. (1981), Int. J. Food Microbiol. 19, 271-278.

Scott-Thomas C. (2011), Food Navigator 18.5.

Sirvie P.; Nurmi E.; Puolanne E. & Ninivaara (1977), Fleischwirtschaft 57, 1007-1012.

Smith J.; Huhtanen C.; Kissinger J. & Palumbo S. (1975), Appl. Microbiol. 30, 759-763.

Università di Barcellona (2004), Antimicrobial suscettibilità in terms of Minimal Inhibitory Concentration (MIC) of LAE and Mirenat. Un. Barcellona, Spagna.

Tichaczek P.; Nissen-Meyer J.; Nes I.; Vogel R. & Hammes W. (1992), Syst. Appl. Microbiol. 15, 460-468.

Vasilopoulos C.; De Mere H.; De Mey E.; Paelinck H.; De Vuyst L. & Leroy F. (2010), Food Microbiology 27, 77-84.

Zdolee N.; Kozanciski L.; Hadziosmanovic Z.; Cvrtila A. & Filipovic L. (2007), Vet. Archiv. 77, 507-514.

Riassunto

Sono descritte le attività di fattori estrinseci ed intrinseci inibenti i batteri patogeni e deterioranti in affettati di salumeria.

Summary

Spoilage and pathogenic inhibition of intrinsec fied extrinsec factors in sliced meat products

The intrinsic and extrinsic factors which are able to  inhibit the growth of spoilage and pathogenic bacterial have been described in detail in the text.