BATTERI DEL BACILLUS GROUP NEGLI ALIMENTI

Carlo Cantoni, Libero docente In Ispezione degli alimenti di origine animale, Milano 

Salvatore Perillo, Medico Veterinario, Milano

Attualmente il gruppo Bacillus cereus comprende sette specie differenti. Alcune di loro sono causa di intossicazione e di tossinfezione alimentare che, nella maggioranza dei casi, i patogeni responsa-bili non vengono esattamente distinti con i tradizionali  metodi identificativi dovendosi,quindi ricorrere a specifiche tecniche molecolari. Per loro strette somiglianze fenotipiche e genotipiche potrebbero essere considerate una singola specie. I vari ceppi delle specie hanno un ampia variabilità patogena in quanto alcuni sono innocui ed altri sono tossici (Stenfors Arnesen & Cll.2008). Dati statistici degli episodi tossici sono difficilmente quantificabili perche possono manifestarsi con sintomi lievi risolti in 24 ore o in episodi di maggiore gravità.  Gli appartenenti al gruppo Bacillus cereus sono bacilli Gram positivi, sporigeni, mobili, aerobi, anaerobi facoltativi; sono normalmente presenti come saprofiti nei terreni e possono facilmente contaminare molti tipi di alimenti, specialmente vegetali, ma sono anche isolati da prodotti carnei, derivati di uova, latticini (Kramer & Coll.1989,Stenfors Arnesen & Coll.2008). Il B. cereus propriamente detto e altri componenti del gruppo causano due distinti tipi di intossicazione tossinfettiva : la diarrea e l’emesi (Kramer & Coll.1989). Il tipo diarroico è causato dal Bacillus cereus durante la sua crescita vegetativa nell’intestino tenue del consumatore (Stenfors Arnesen 2008). Almeno tre tossine sono responsabili insieme ad altri fattori tossici. Viceversa la tossina emetica è preformata nei cibi dal B.cereus moltiplicatisi in essi. La prima patologia  è quindi un’infezione, mentre la seconda è una intossicazione. In entrambi i casi le sindromi si manifestano dopo l’ingestione di cibi trattati col calore, con conseguente permanenza delle spore termoresistenti e con distruzione dei batteri termolabili. Il B.cereus non è un microrganismo competitivo, cresce bene dopo cottura durante la fase di  raffreddamento lento. Il trattamento termico provoca la germinazione delle spore e per l’assenza di batteri competitivi  si sviluppa velocemente. Il suo tempo di generazione è breve di 12-13 minuti (Borge & Coll.(2001). Le caratteristiche  dei due tipi di malattia sono riportate nella tabella  n 1.   

          

Tabella n 1 Caratteristiche dei due tipi di malattia causati da ceppi di B.cereus.                       

SINDROME DIARROICA:

1) n^o germi causa di malattia 10⁵-10⁷ (totale),

2) Tossina elaborata nell’intestino tenue).

3) tipo di tossina:emolisina,enterotossina NHe, HBl e Cyt K.

4)Periodo di incubazione ; 8-16 ore,occasionalmente >24 h.

5)Durata della malattia: 12-24 h (occasionalmente alcuni giorni)

6) Sintomi: dolori addominali, diarrea acquosa, occasionalmente nausea.

7) Cibi responsabili: zuppe, vegetali, budini, salse, prodotti lattiero caseari, prodotti carnei 

SINDROME EMETICA :

1) n^o germi causa di malattia:10 ⁵-10⁸ cellule/gr.

2) Produzione della tossina nell’alimento.

3)Tipo di tossina: peptide ciclico - Tossina emetica: cereulide.

4)Periodo di incubazione: 0,5-5 h.

5)durata della malattia 6-24 h.

6) Sintomi: vomito, malessere ( qualche volta accompagnato da diarrea in seguito alla produzione di enterotossina.

7) cibi responsabili: riso fritto, riso bollito, insalate di riso e di pasta, tagliatelle  

RICONOSCIMENTO DELLE SPECIE BATTERICHE. 

Come è stato prima citato  nel gruppo B:cereus sono comprese 7 specie strettamente correlate,  precisamente: Bacillus cereus sensu stricto, Bacillus anthracis, Bacillus thurigensis, Bacillus mycoides, Bacillus pseudomycoides, Bacillus weihenstephanensis, Bacillus cytotoxicus. Tutte  queste specie  non sono strettamente definite sulla base di divergenze genomiche ma su considerazioni soggettive ricavate da osservazioni pratiche come: virulenza(B:anthracis, B.thu-rigensis), fisiologiche ( B,weihenstephanensis), morfologiche (B:mycoides e B:paramycoides), e patologiche (B.cereus sensu strictu). Per una loro distinzione  Guinebretiere & Coll. (2008,2010) mediante tecniche biomolecolari hanno distinto nel gruppo 7  maggiori gruppi filogenetici (I-VII) evidenziando  ceppi mesofili (I,III,IV),  psicrotolleranti (VI,II) intermedio (V),termotolleranti (VII) in base alle loro temperature di crescita rivelando così la correlazione tra questi gruppi filogenetici  con la temperatura,il pH e l’attività dell’acqua (Aw). Tutti fattori che si impiegano per prevedere il il rischio di una specie batterica particolare per prevedere il rischio di essere causa di malattia da consumo di alimenti.     

PRECISAZIONI SULLE SPECIE PATOGENE.

      

BACILLUS  CEREUS. Come riportato nella tabella n 1 le malattie alimentari sostenute dai ceppi patogeni di B.cereus sono dovute alla produzione di due tossine: la emetica e un gruppo  di diverse tossine diarrogene (Chorin & Coll.1997; De Viries & Coll.2004). La tossina emetica, o cereulide, è un peptide ciclico termostabile. Non sopravvive nelle condizioni  dell’ambiente intestinale  e non causa diarrea, oopo avere agito viene inattivata dall’acidità del succo gastrico. Le enterotossine responsabili di sindromi diarroiche sono l’emolisina,,la enterotossina non come si verifica conemolitica e la citotossina. La parete cellulare  delle cellule vegetative di B.cereus sono ricoperte da proteine (S-strato) che favoriscono l‘adesione delle cellule  intestinali dell’ospite e la virulenza del microrganismo (Kotiranta & Coll.2000). La tossina emetica è stabile alla cottura e al reiscaldamento dell’alimento. La ceraulide rimane stabile a temperature fino a 150 ^oC e  fino a pH di 10,6 (Rajkovic & Coll.2008). La tossina ceraulide è assorbita dalla parete intestinale producendo nausea e vomito  stimolando le terminazioni nervose del nervo vago. L’ingestione di meno di  8 ug/Kg in un cibo provoca  l’emesi nel consumatore. La tossina, inoltre, colpisce i mitocondri danneggiandoli  e provoca l’apoptosi delle cellule killer umane (Paananen& Coll.2002). I ceppi mesofili di B.cereus a elaborano la tossina a temperature superiori a 10-15⁰C (Thorsen & Coll.2009). Ciò spiega perche la tossina esercita la sua azione  solo quando viene sintetizzata in alimenti conservate a   queste temperature da bacilli in  preparazioni di pasta e di riso. Le tossine diarroiche sono e  labili al calore: sono prodotte durante la crescita esponenziale dello sviluppo batterico. Poichè le spore di B:cereus sopravvivono al trattamento termico e all’acidità dello stomaco, i sintomi diarroici si manifestano quando le spore presenti nell’alimento giungono nell’intestino tenue. Qui germinano, le cellule vegetative si moltiplicano e   le tossine. I sintomi provocati dalle tossine di entrambi i due tipi di B.cereus si risolvono, normalmente, in  24-48  h, tuttavia in soggetti immunocompromessi o affetti da neoplasie o cachettici possono riuscire letali.  

BACILLUS WEIHENSTEPHANENSIS. Il bacillo si differenzia da B.cereus per la sua capacità di crescere aerobicamente a 7°C terreni liquidi, per l’impossibilità di crescita a 43°C (Lechner & Coll. 1998) e per la presenza nel genoma del gene cspA⁴ACAGTT (Lechner & Coll.1998). Altre ricerche hanno rivelato l’esistenza di altri ceppi biovarianti psicrotrofi con caratteristiche intermedie tra le due specie  testé citate. Secondo  Guinebretiere & Coll.(2008) il bacillo appartiene al gruppo IV con crescita a partire da  4-5°C. Il Bacillo può produrre la tossina emetica ceraulide a 8-10 °C ma non a 4°C (Thor-sen & Coll. 2006,2009). In proposito, sempre secondo Guinebretiere & Coll.(2010) solo i bacilli  appartenenti ai gruppi filogenetici III,IV,VII si sono resi responsabili di malattie alimentari.

BACILLUS  CYTOTOXICUS. Il Bacillo è stato isolato da cibi reidratati connessi ad episodi di intossica-zioni alimentari generalmente legati a consumo di alimenti  a base di patate  (Contzen & Coll.2014). E’ un microrganismo Gram positivo, facoltativamente anaerobio, di rapida crescita in ambiente aerobico, mobile. Le cellule hanno un aspetto simile a quelle del B¨cereus e si presentano  singole, appaiate, occasionalmente in brevi catene o con forma di filamenti. Le endospore sono posizionate  centralmente o subterminalmente in sporangi  rigonfi. La sua temperatura ottimale di crescita è compresa tra 30 e 37°C, la massima è di 50°C, la minima d 20°C. I ceppi sono lecitinasi e non idrolizzano l’amido (Guinebretiere & Coll.2013). Il bacillo non elabora cereulide e la sua patogenicità è attribuita alla attività citotossica  della citotossina K-1 (Cyt K1), la quale provoca la lisi delle cellule epiteliali dell’intestino tenue  con conseguente diarrea. ll bacillo appartiene al gruppo  fisiologico  VII della Guinebretiere (2010). Comunque non tutti i ceppi della specie sono citotossici (Fagerlund & Coll. 2007,2010). L’habitat del microrganismo  rappresentato dai vegetali,spesso è presente nei prodotti deidratati di patata  (granuli, fiocchi, farine) (Doan & Coll.2000; Turner & Coll.2006). La  dose infettante, riscontrata in una purea di vegetali,è risultata di 3,5 x 10⁵ spore/g (Lund & Coll.2000). La  presenza frequente di spore del bacillo nei prodotti  di patata disidratati potrebbe  rappresentare un possibile rischio (comunque raro) per i preparazioni tipo puree e simili dove è elevata per l’aggiunta di acqua  permette la germinazione delle spore e la moltiplicazione delle cellule vegetative.

ALIMENTI RESISI RESPONSABILI TOSSINFEZIONI DA BACILLI DEL B.CEREUS GROUP.   

A) ALIMENTI VEGETALI: puree di pisello e di altri vegetali, grano dolce, salsa di asparagi, salsa alla vaniglia, germogli di soia e di altri vegetali, tagliatelle cotte, riso bollito, piatti a base di riso (insalate), torta alla crema, frappè, dolci.

B)ALIMENTI CARNEI: carne con riso, distacca guarnita di Hibachi, pollo alla griglia, carne di suino grigliata, stufato, tacchino.

C) ALIMENTI  ITTICI: zuppe di pesce, patè di aragosta.

D) ALTRI ALIMENTI: uova strapazzate, cibi somministrati in mense scolastiche, (N.B.: trattasi di alimenti cotti. Elenco da Granum (2014) modificato).

CONCLUSIONI: Per controllare la crescita e lo sviluppo dei bacilli  si riportano, in sintesi, le condizioni  di crescita e di modalità di controllo di questi microrganismi:

A) CRESCITA:

1) Temperatura:Optimum 30-40°C,

2 )intervallo di crescita:4-55°C,i ceppi emetici crescono a 10 °C (Ehling-Schulz & Coll.2004)

3) Produzione massima di tossina a 20-25°C, intervallo di produzione 10-40 °C.

B) SOPRAVVIVENZA.

1)Temperatura: Le spore sono più resistenti al calore secco rispetto a quello umido e sono più resistenti nei cibi oleosi o grassi. La cottura al di sotto di 100 °C  permette la sopravvivenza delle spore (Van Asselt & Coll.2006). Le tossine emetiche rimangono attive dopo 150 minuti a 100 °C (valori di pH 8,7-10,6).

C) pH: ottimale 6-7; intervallo 4,5-9,5. In genere le cellule vegetative si riducono rapidamente nell’acidità dello stomaco, tuttavia alcune possano sopravvivere a seconda del tipo di alimento e dal livello di acidità del succo gastrico  (Clavel & Coll.2004). Le spore sono resistenti al succo gastrico (tra pH 1 e pH 5,2). La tossina emetica è stabile tra pH 2 e pH 9.

D) ATTIVITA’ DELL’ACQUA.

Minima,tra > 0,93 e < 0,95. Le spore sopravvivono per lungo periodo negli alimenti secchi,nei cereali più di 48 settimane Aw 0,27-0,28) (Jaquette & Coll.1998)

C) INATTIVAZIONE.

1)Temperatura: Le cellule vegetative sono distrutte da bollitura, frittura, grigliatura, cottura sottovuoto, arrostimento. Spore: D_100°C=1,2-7.5 minuti per il riso.D_120°C=2,5 secondi (Van Assalt & Coll.20O6). D_129*C= 3-4 minuti per cibi oleosi. La tossina emetica viene inattivata  dopo 90 minuti a 100 °C a pH 8,6. Le tossine diarroiche sono inattivate dopo 5 minuti a 56*C.

2) pH. Le cellule vegetative sono inattivate nello yoghurt (pH 4,5) nei succhi di frutta  (pH 3,7, 5- 6 log₁₀ ) di riduzione in poche ore secondo della temperatura.

3) Attività dell’acqua. Le cellule vegetative sono inbite da Aw< 0,91 

COMPOSTI  INIBENTI: le cellule vegetative sono inibite da acido acetico, ac.sorbico, acido benzoico, acido etilediaminotetracetico (EDTA) con polifosfati. Le spore e le cellule germinative sono inibite dalla lisina. Un pH di 4,2 impedisce la crescita dei bacilli nelle insalate di riso.

Concludendo,  per evitare episodi tossinfettivi  è necessario consumare a possibile rischio  dopo la loro cottura e nel caso di un loro consumo protratto occorre portarli a temperature inferiori a 10 °C  come dimostrato dai tempi di riproduzione delle cellule vegetative di Bacillus cereus riportate nella tabella n.2,risultante dai dati sperimentali di Mc Elroy & Coll. (2000) e di Penna & Coll.(2002).   

Tabella  n .2 Cinetica di crescita di cellule vegetative di Bacillus cereus   

 

Temp. 8°C)         Lag tempo (ore)         Tempo generazione in min.                        
10                                  120.0                           327.7 -5.45 ore                                    
15                                   9.1                              192.0 -3.2 ore                                      

20                                   6.7                              138.0-2 ore 

25                                   8.0                              59.0 -1 ora                         
30                                   2.1                              48

33                                   2.5                              42.3        

Nel caso di produzioni industriali  destinate a lunghi tempi di conservazione (30 gg) (insalate di riso) la temperatura non deve superare i  + 4°C. Infine secondo le Linee Guida del Regno Unito per gli alimenti pronti per il consumo (Gilbert &  Coll.; 2000) i criteri per valutare in numero di spore di B.cereus presenti in cibi pronti per essere consumati sono:

1) Soddisfacente < 10³/g.

2) Critico 10³<10⁴.

3) Insoddisfacente  10⁴<10⁵.

4) Inaccettabile > 10⁵ /g.      

RIASSUNTO.                                                                                                                                                                      Sono descritte le specie patogene  appartenenti al Bacillus group, la loro attuale tassonomia e le caratteristiche di crescita. Sono altresì indicati i  da attuarsi per evitare le sindromi emetiche e diarroiche provocate dai ceppi patogeni. 

SUMMARY                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                                            Features of  Bacillus cereus groups  pathogen strains. In the text have been described. The features of  Bacillus  cereus  group pathogen bacteria. Their actual taxonomy and   their growths at  different temperature  have been also reported . In addition ,the mode of preventing their growth in  foods have been shown.

BIBLIOGRAFIA                                                                                                                                                            

Borge G.A.; Skeie M.; Langsrud  T. & Coll.(2001)Int.J.Food Microbiol. 69,237-246 

Chorin E.; Thoualt D.; Leret J.J, & Coll. (1997) Int.J.Food Microbiol. 38,29-234

Clavel T.; Carlin F.Lairon D. & Coll. (2004) J.Appl Microbiol. 97,214-219 

Contzen M.;Hailer M.;Rau J.(2014)Int .J.Food Microbiol. 174,19-22   

Doan C.H.; Davidson P.M. (2000) J-Food Prot.63,668-683                                                                    

Ehling-Schulz M.;Fricker M.& Scherer S.(2004) Mol.Nutr.Food  Res.48.479-483                                  

Fagerlund A.;Ween O.;Lund. & Coll.(2004)Microbiology 150.2689-2697 

Gilbert R.J.;de Louvais G.;Donovan T. & Coll.(2000)  Guidelines for the microbiological quality of some read to eat food sampled at the point of safe.Com.Dis.Pub.Health 3,163-167 

Granum E.(2014) Bacillus cereus food poisoning in Tham  & Danielsson-Tam M.L. (eds)pp 22-32 Boca Raton USA                                                                                                                                                

Guinebretiere M.H.; Thomson F.L.;Sorokin A. & Coll. (2008)Environ.Microbiol.10,851-865

Guinebretiere M.H.;Velge P; Couvert Coll. (O. & Coll. (2010) J.Clin.Microbiol.48,3388-3391.                                                

Guinebretiere M.H.;Auger  S.;Galleron  N. & Coll.(2013)Int.J.Syst.Evol,Microbiol.63,31-40 

Jacquet C.B.;Beuchat L.R. /1998)J_Food Prot.1629-1637

Kotiranta A.;Lounatmaa K.;Haaplasalo M.(2000) Microbes Infect. 2,189-198 

Kramer J.M.; Gilbert R.J..(1989)Bacillus cereus and others Bacillus species.I n M:P:Doyle (Ed.)Foodborne Bacterial  Pathogens.M:Dekker, New York.pp-21-70 

Lechner   S.; Mayr R.;Francis K.P. & Coll.(1998) Int.J.Syst.Bacteriol.48,922-931

Mc Elroy D.M.Jaybus L.A.;Foeding P.A.(2000)New Engl.J.Med. 336,1173-1174 

Paananen A.;Mikkola R.;Sarneva T.& Coll.(2002)Clin.Exp.Immunol.129,420-428 

Penna T.C.V.;Morris D.A. (2002) J.Food Prot.65,415-418                                              

Rajkovic A.;Uyttendaele M:; Vermeulen  A. & Coll. (2008) Lett.Apl.Microbiol.46,536-541

Stenfors L.P.; Fagerlund A.&  Granum  P.E. (2008) FEMS Microb.Res. 32,579-606 

Thorsen L.;Hansen B.M.;Nielsen KF. & Coll.(2006) ppl.Environ.Microbiol.72,5118-5121

Thorsen L.;Budde I.I.;Henrichsen L. & Coll.(2009) Int.J.Food Microbiol.82,71-79                                    

Thurner N.J.;Whyte R.& Coll. (2006) J.Food Prot. 69.1173-1177 

Van Assalt E.D.;Zwetering M:H. (2006) J:Food Microbiol.107,73-82

CARNE OVINA :PRESENZA DI BATTERI E ALTERAZIONI PRODOTTE

Carlo Cantoni, Libero docente in Ispezione degli alimenti di origine animale, Milano

Simone Perillo, Medico Veterinario, ASL MILANO 2

Nel nostro paese la carne ovina è commercializzata  come:

a) carne di agnello di latte  agnello bianco (p.v. 25-35 kg),

b) agnellone ( p.v. oltre 35 kg).

La carne ovina di produzione nazionale è commercializzata refrigerata. Oltre a queste sono commercializzate carne di agnellone (LAMB )confezionata sottovuoto refrigerata o congelata confezionata sottovuoto in imballaggio di materia plastica. La macellazione degli ovini viene praticata  con:

 1) stordimento;

2) dissanguamento,

3)scuoia-mento,

4)eviscerazione,

5) sezionamento,

6) refrigerazione ed eventuale confezionamento.

La carne, inizialmente  sterile, durante queste fasi di processo subiscono una inevitabile contaminazione  batterica. Le fasi della macellazione degli ovini in cui è possibile riscontrare un maggiore apporto microbico risultano lo scuoiamento, nel corso del quale la principale fonte di contaminazione è il vello, l’eviscerazione ed il sezionamento dove svolgono un ruolo fondamentale le attrezzature e la manualità degli operatori (Gill. & Coll.1998; 1999; Vanderlinde & Coll.1999). La letteratura specifica sull’argomento è scarsa. Rao & Coll (1985) hanno identificato i germi presenti nelle carni di carcasse di ovini (pecore) tenuti in condizioni commerciali di vendita riscontrando la presenza di 5,6-5,8 log/cm² di  batteri dei quali le Staphylococcus spp ( 48 %) predominavano nella popolazione microbica iniziale delle carni, seguite da Micrococcus spp. ( 18 %).Escherichia spp.(12 %). L’alterazione microbica delle carcasse si manifestava  dopo circa 20 ore  quando la conta batterica aveva raggiunto  8,9-9,0 log/cm². Così la shelf life delle carcasse tenute a temperatura ambiente risultava di 19 ore. Alla comparsa dell’alterazione gli organismi dominanti erano Escherichia e Acinetobacter like organismi.  E’ stato anche osservato che  anche Enterobacter, Pseudomonas e Staphylococcus spp facevano parte della popolazione batterica. Altri dati sono stati forniti da Vanderlinde &Coll, (1999) e da Mazzette Coll.(2011) con la segnalazione di presenza di E.coli, salmonella, Listeria monocytogenes, Staph.aureus. Mentre la presenza di batteri nella carne è conseguente alle manipolazioni accennate, la sopravvivenza , la moltiplicazione e il processo alterativo della carne per attività batterica sono dipendenti dalla temperatura  di  conservazione e di confezionamento. La temperatura è il fattore più importante per la crescita batterica, Ii vari gruppi di batteri hanno  temperature  di sviluppo tali da distinguerli  come indicato nella tabella n 1.

Tab 1.temperature di crescita per  gruppi  microbici (da Fenner,2006 modificata)

Gruppo microbico             temperatura         temperatura       temperatura

                                               Minima(C°)           Massima (C°)       Ottimale (C°)

 Psicrofili                                -12                           5-15         20

Psicrotrofi                              - 8                           20-25                      35

 Mesofili                                    5                           30-45                     50

Psicrotolleranti                      2                           30-37                    25

Termofili                                   35                           45-60                    70

Estremo termofili                   70                            85-90                  100

Tutti i batteri che  alterano la carne  per la loro crescita utilizzano composti solubili presenti nel substrato carneo ,particolarmente il glucosio e gli aminoacidi. Il substrato preferito è il glucosio. Se esso è presente negli strati superficiali della carne non utilizzano altri composti come gli aminoacidi .Quando il glucosio è consumato,i batteri iniziano a scindere gli aminoacidi producendo un’elevata quantità di ammoniaca  e minori quantità di composti solforati ed amine provocando un odore sgradevole (Bell 2001). Il contenuto di glucosio nella carne è d’importanza fondamentale per lo svluppo della popolazione batterica e la comparsa dell’ alterazione. La concentrazione del glucosio nella carne con un pH normale(5,6-5,8) varia da 100 a 1000 ug/g e gli odori anomali e sgradevoli si avvertano quando il glucosio è basso   e il processo alterativo si manifesta quando i batteri sono pari a 10⁶ ufc/cm². (Bell 2001).

Gruppi di  batteri presenti nelle carni fresche e confezionate

Brochotrix thermosphacta Carnobacterium spp, Enterobacteriaceae, Lacticacid bacillus spp. (LAB), Psychrobacter spp, Shewanella putrefaciensWeissella spp.,  Clostridia spp.,  e Staphylococcus e Micrococcus sono i batteri contaminanti le carni comprese anche quelle ovine. Tranne gli ultimi due gruppi gli altri batteri possono essere causa di alterazione delle carni non confezionate e confezionate sottovuoto. I processi alterativi consistono di scolorazioni, produzione di gas, formazioni di mucosità ,acidificazioni e produzioni di odori maleodoranti. (Borch & Coll.(1996)

Brochotrix thermosphacta.

E’ un microrganismo per  il quale la carne è considerata una nicchia ecologica. La sua capacità di crescere sia in condizioni di aerobiosi che di anaerobiosi lo rendono un normale contaminante della carne. Il genere Brochotrix, che comprende solo due specie, è costituito da batteri Gram positivi, non sporigeni, immobili catalasi positivi ,anaerobi facoltativi ,con forma regolare di bastoncino. La temperatura ottimale di crescita è di 20°-25°C.Il pH ottimale per la crescita è di 7,ma  l’intervallo di crescita del pH è di 5-9-carnei,.Brochotrix spp. possono crescere anche a temperature prossime o uguali a 0°Ce in ambiente con bassa concentrazione di ossigeno ed di elevata CO₂.Scinde il glucosio originando acido lattico ed altri composti (Vermeiren & Coll.2004)I principali prodotti  del metabolismo aerobico del glucosio elaborato dal microrganismo del  substrato carneo sono acetoina, acido acetico,ac. Isobutirrico, ac.isovalerico e ac.2-metilbutirrico. Solo l’acetoina e l’ac.acetico derivano dal glucosio, mentre gli altri acidi derivano rispettivamente dalla valina,dalla leucina e da isoleucina (Danty & Coll. (1980).Questi  composti e i loro derivati sono responsabili del cattivo odore della carne alterata. I  composti derivati, identificati da Brokaert & Coll. (2013) sono il 2,3.dimetiloxirano, il 2-butanone, la 2-formilistamina, il 2-metil-2-propanolo, l’acetone, l’ossido di etilene, l’alcol isopropilico e la trimetilamina. Il germe cresce solo sulla superficie della carne e  nei nella carne confezionata si localizza immediatamente sotto l’involucro biplastico. (Vermerein & Coll.2004).

Carnobacterium.

Carnobaterium è un genere di batteri Gram positivi ,comprendente 12 specie. Sono germi microaerofili, psicrofili, o meglio freddo tolleranti in quanto crescono a 1,5°C.Solo C. divergens e C.maltoaromaticum sono stati isolati frequentemente da prodotti carnei. Crescono anaerobicamente ad elevate concentrazioni di CO_2. metabolizzano l’arginina e i  carboidrati. Producono alcune sostanze colatili come : acetoina, 1- octen-3-olo, 2-etil-1-esanolo  acido butanoico e altri minori composti, ma le loro concentrazioni sono basse e non tali da alterare il prodotto carneo (Casaburi & Coll.(2011).

Enterobacteria

Membri della famiglia delle Enterobacteriaceae  sono bastoncini Gram negaivi, mobili. A seconda del genere essi possono crescere da 6* C a 37.40*C. Sono presenti nel suolo, nelle acque,nei vegetali e nell’intestino degli animali e dell’essere umano. Sono anaerobi facoltativi, ossidasi negativi e fermentano il glucosio. La famiglia comprende 31 generi e almeno 150 specie. I generi Serratia, Enterobacter. Pantoea, Klebsiella, Proteus, Hania, Rahnella sono germi alteranti le carni. Serratia spp secernono tre enzimi: lipasi, Dnasi e gelatinasi. Tutte fermentano il glucosio producendo gas. I principali alteranti sono Proteus vulgaris, Serratia liquefaciens, Hafnia alvei e  Pantoea agglomerans e  Rahnella aquatilisi.  I composti volatili identificati in un prosciutto crudo  alterato da Serratia liquefaciens e Proteus vulgaris sono: 2-metil propanale, 3-metilbutanale, 2-metilbutanale, pentanale, esanale, 2-octanale, 2-propanone, 2,3-butanedione, 2-butanone, 2-pentanone, 2-3 pentandione, 3-idrossi-2-butanone ,3-metil -2.pentanone, 2-esanone, 2-eptanone,2,3 octanedione, 6-metil, 5 epten-2-one, 2-octanone, 2-nonanone, etanolo, 2-propanolo, propanolo ,metilbutanolo, 2-metil 1-propanolo, 1-penten-3-olo, 3-metil-1 butanolo,-metil1 –q2-metilbutanolo, 1-pentanolo, 1-3-butanediolo, 1-esanolo, 1-octen-3-olo, 2-etil-1-esanolo, benzenetanolo (Garcia &  Coll.2000). Il genere Serratia è il genere della famiglia  delle Enterobacteriaceae isolabile  con maggiore frequenza nelle carni sottovuoto o in atmosfere protettive. S.grimesii e S.proteomaculans sono altre specie normalmente isolate. Varie specie di Serratiae inoculate in carni hanno prodotto i seguenti composti volatili: 3-metilbutanolo,dimetilsolfuro.2 eptanone.2-3 metilpirazine.dimetilsulfide.1 ottanolo,2-fenilottanolo.fenilacetone,2-decanone. 1 decanolo ,2 undecanone,indolo,2 dodecanone, 2 tridecanone, 2 pentadecanone (Weiser & Coll.2014).Anche altre specie potenzialmente alteranti  possono contaminare le carni: Citrbacter freundii,Proteus vulgaris,e Rahnella,entrambi contaminanti carni non confezionate o confezionate sottovuoto o in atmosfera protettiva.

Pseudomonas spp .

I batteri predominanti spesso responsabili di processi alterativi delle carni non confezionate. Sono dei batteri Gram negativi,aerobi, con forma di bastoncino e flagellati polarmente. Comunque un numero limitato di specie del genere Pseudo-monas si moltiplicano nella carne per la loro capacità di degradare il glucosio e gli aminoacidi  tenuta in condizioni aerobiche  refrigerata. Le Pseudomonas spp. sono in grado di scindere le lunghe catene peptidiche delle proteine della carne in aminoacidi e in composti volatili maleodoranti come ammoniaca,,amine e idrogeno solforato .Alcuni ceppi di Pseudomonas producono esteri, molte altre  liberano composti solforati, e un numero minore  forma metilchetoni, alcoli secondari e idrocarburi insaturi (Edwards & Coll.1987). I ceppi fluorescenti di Pseudomonas costituiscono uno dei gruppi più importanti fra le Pseudomonas spp. per la loro capacità di produrre pigmenti giallo verdi, chiamati pioverdine (PVDs). Questi pigmenti funzionano da siderofori permettendo alle Pseudomosa di assorbire il ferro dall’ambiente. Le specie psicrotrofiche Pseudomonas fragi, P.ludensis, P.putida e  P-fluorescens possono essere isolate da carne alterata non confezionata. P.fluorescens è  lo Pseudomonas più frequente nella carne fresca,mentre in quella conservata più a lungo prevale P:fragi.Elevate concentrazioni di CO₂ (10)%) inibiscono la crescita di P.fluorescens e di P.fragi nella carne. In genere la specie più comune di pseudomonas contaminante le carni  bovine, suine, ovine e di pollame è P:fragi .Forse la sua costante  presenza  è dovuta alla sua capacità di utilizzare un’ampia serie di  nutrienti comprendenti anche D-arabinosio, creatina e acidi biliari (Molin & coll.1986).  Le Pseudomonas fragi sviluppantesi sulle superfici carne utilizzano il glucosio,gli aminoacidi liberi e il lattato. Queste fonti di carbonio sono sufficienti a sostenere la crescita batterica fino alla comparsa dell’alterazione. La penetrazione dei batteri all’interno della carne non si verifica prima della completa alterazione della carne. Le Pseudomonas spp prediligono consumare il glucosio solo dopo il consumo dello zucchero le Pseudomonas spp utilizzano gli aminoacidi liberi prima di consumare il lattato. La via preferenziale di consumo dei nutrienti è:glucosio>lattato>citrato>glu-tamato>creatina-creatinina.A questo punto,vengono attaccati gli aminoacidi con conseguente formazione di odori maleodoranti causati dal loro catabolismo. (Molin & Coll.(1985,Nychas % Coll.2008) Un tipo particolare di alterazione è rappresentata dalla formazione di mucosità  superficiali (Slime).  Le alterazioni si producono con concentrazioni di Pseudomobas di 7,5 ufc/ g e oltre (Bruckner & Coll.2012).

Psychrobacter

Il nome di Psychrobacter è stato proposto per un gruppo di cocco bacilli psicrotrofi, Gram negativi, aerobi, immobili, ossidasi positivi di solito isolati da alimenti marini, carni lavorate,e pollame (Pacova & Coll.2001)Sono germi psicrotolleranti appartenenti al genere  Psycrobacter comprendente 34 specie.La prima conosciuta è  lo Psycrobacter immobilis,Altre specie isolate da alimenti  di pesce fermentati sono P.alimentarius,cibarius , P.jeotgali .Sono considerati germi alteranti in quanto degradano gli amminoacidi.

Shewanella

La specie Shewanella putrefaciens fa parte del genere Shewanella con altre 61 specie. E’ un batterio Gram negativo, anaerobio facoltativo con forma di l’acido carnei con pH superiore a 6 produce H₂S dagli aminoacidi solforati. Non cresce in substrati carnei inferiori a pH 6.Nelle carni di pesce riduce l’ossido di trimetilamina a trimetilammina che ha odore putrido di uova marce,da qui il suo nome. Nei prodotti carnei le sostanze  maleodoranti si avvertono con concentrazioni di S.putrefasciens di 10⁶ufc/g. di composti volatili maleodoranti.

Clostridia

Carni bovine, ovine  e di cacciagione confezionate sottovuoto e refrigerate possono essere alterate da clostridi psicrofili. Questo tipo di alterazione è conosciuta con il nome di rigonfiamento della confezione di carne alterata (BPS). La specie Clostridium estertheticum è considerata l’agente più frequente dell’alterazione -Il  clostridio utilizza il glucosio producendo elevate quantità di gas a partire dal lattato. Non cresce a valori di pH inferiori a 5,5. Il Clostridium estherteticum non è comunque la sola specie responsabile di questa alterazione, perché anche C.gasigenes, C.algidicarnis, C.frigidicarnis, C.laramiense e C.algidixilanollyticus possono realizzarla (Silva & Coll,2012). La carne si contamina al macello e le fonti dei clostridi sono le particelle di suolo rimaste adese alla  cute e al vello degli animali o presenti nelle loro feci. I clostridi sono  sotto forma di spore e possono germinare e riprodursi a partire da -1,5 °C ciò spiega il lungo periodo di incubazione e di comparsa dell’alterazione che si manifesta dopo 20-30 giorni a + 4°C in media e con la formazione di composti  maleodoranti, precisamente: 2,3butandiolo, 1-butanolo, 3-metil-1-butanolo, etanolo, 1-esanolo1-pentanolo, 1-propanolo, benzaldeide, 3-metilbutanale, eptanale, esanale, 2-butanone, propanone, ac.acetico, acido butanoico (butirrico), 2-metil.estere-acido butanoico. Dimetilsolfuro dimetildisolfuro, dimetitri-solfuro, 5-metil tioacetato (Hernadez-Macedo & Coll.(2012).

Un altro tipo di alterazione  causata da clostridi è conosciuta col nome “puzza d’osso”,che è caratterizzata  da un odore putrido presente nel tessuto muscolare aderente all’ l’osso. Questo odore è  il risultato dell’attività metabolica dei clostridi capaci di moltiplicarsi in anaerobiosi. Le specie responsabili dell’alterazione di carni suine e ovine refrigerate conservate sottovuoto sono C.algidicarnis e C.putrefaciens. Rigonfiamento di confezioni di carni refrigerate possono anche esse-re provocate  a temperature più elevate da Hafnia, Enterobacter, Serratia e Rahnellaa 4°C ma i rigonfiamenti sono di minore  dimensionie senza odori anomali accentuati come quelli provocati da  clostridi.

Conclusioni
L’alterazione osservabile con maggiore frequenza nelle carni ovine fresche e  confezionate  è  caratterizzata dalla formazione di composti maleodoranti solforosi provocati da Enterobacteriaceae. Questo gruppo di  batteri comprende, infatti, specie in grado di riprodursi da 4-5°C fino a 40° C ed è favorita dalla conservazione delle  ad  scarsa igiene gestionale. Per ridurle è necessario corrette procedure igieniche e manipolare carni refrigerate con temperature non superiori  5°C mantenendole tali durante la distribuzione e la vendita.

Riassunto

Sono descritti i batteri responsabili delle alterazioni delle  carni ovine e sono elencati i difetti da  essi provocati.

Summary

Lamb meat  spoilages and causative bacteria

The alterations of lamb meat have been described in details ,also causative bacteria have been reported.

BIBLIOGRAFIA

Bell R.G.(2001) Meat packaging ln: Huy Y.H.;Rogers  R.W.;Yong O:A.Meat Sci App.M.Dekker Inc.New York

Borch E.;Kant-MuermansM; Blixt Y.(1996) Int.J.Food Microbiol.33,103-120

Brightwell G.;Clemens R.;Ulrich S. & Coll.(2007)Int.J.Food:Microbiol.11J.9,334-339

Bruckner S;Albrecht A.;Petersen B.& Coll..(2012) J.Food Quality 35.372-382

Casaburi A:;Nasi A.;Ferrocino I. & Coll. (2011)App.Microbiol. 77,7382-7393

Dainty R.;Hibbard C.M.(1980) J.Appl.Microbiol.48,387-396

Edwards R.; Dainty R.; Hibbard C.M.(1987) 36,403-412

Hyernandez –Macedo M.L.;Contreras-Castillo C.J.;Ysai S.M. & Coll.((2004)Lett.App.Microbiol.44. 467-47530,61-66

Garcia  C.;Martin A.;Timon M.L. & Coll.(2000) Lett.Appl.Microbiol.

Ingram M:;Dainty R.(1971)J_Appl:Microbiol.34,21-39

Mazzette R.;Busia G.;Mazza R.& Coll.(2011)AIVI.99-101

Molin G.(1985) Appl.Envir.Microbiol.49,1442-1447

Molin G.;Ternstrom  A.(1986) Int.J.Syst:Bact.36.252.274

Nychas G.J.;Skandamis P.N.;Tassou C.C. & Coll.(2008)Meat Sci.78,77-89

Pakova Z.;Urbanova E.;Durnova E.(2001) Vet.Med.-Czech. 46,95-100

Rao D.N..;Sreenivasamurthy V. (1985) J.Appl:Bacteriol.58,457-459

Silva A.R.;Tahara  A.A.C.;Chaves R.D. &  Coll.(2012) Meat Dci.92,498-361-367

Vanderlinde P.B.;Shay B.;Murray J.(1999) J.Food Prot.99, pp.307-425-pp380-386

Vermerein L.;Devlieghere F.;Dbevere J.Int.J.food Microbiol. 96.149-16

Weiser A.;Turner A.;Brady S. & Coll.(2014)Fems Microbiol.Lett.362,45-63

BATTERI PRODUTTORI DI INDIGOIDINA

La indigoidina (5,5’-diamino- 4,4’-ldiidrossi-3,3’diazadifenochinone-2,2’) è un pigmento blu insolubile in acqua prodotto da alcuni batteri che impartisce alle  loro colonie il colore blu. Nei batteri è sintetizzato da un complesso enzimatico (polipeptidico sintasi) per mezzo del quale  la glutamina si ossida, eterociclizza e si dimezza. (Elazari-Volcani 1939, Starr,1958; Khuun & Coll.1960, Ensign & Coll. 1963;Starr & Coll. 1966; Knackmass & Coll.1969).La sua pro-duzione fenotipica è  tuttavia instabile perché può essere influenzata dalla composizione del terreno di crescita  ( Starr & Coll. 1966;  Chatterje & Coll. 1981) e dal funzionamento di geni specifici responsabili della sua produzione ( Reverchon & Coll.1994,2001). Di seguito si riportano brevi descrizioni  dei germi elaboratori del pigmento blu  e  i terreni utilizzati dai vari ricercatori  per evidenziare i germi produttori del pigmento intracellulare.

CLAVIBACTER MICHIGANENSIS subsp.INSIDIOSUS

Microrganismo patogeno per i vegetali (specialmente il pomodoro) il   C. michiganensis è un germe Gram positivo, capsulato, immobile, non formante catene. Fa parte del genere l Clavibacter, nel quale sono presenti altre 6 specie e 7 sottospecie. Il genere è compreso nella famiglia Actinomicetales, phylum Actinobacteria. Forma caratteristici granuli blu nei terreni di coltura contenenti ed elevate quantità di zuccheri utilizzabili in 7- 14 giorni. Per l’isolamento del microrganismo si può impiegare il terreno di King B addizionato  con 200  mg/L di cicloesimide (EPPO 2010) (1)o il terreno   con formula: mannitolo  g  2,5;estratto di lievito  g 1,K₂HPO g 0,1,KH₂PO 0,05 agar g 18  H₂0 1L. addizionato di mg 250 di actidione (2) o il terreno di Ftayeh  & Coll.2011) (3) lievito :mannitolo  g 2,5,estratto di lievito  g  2,K₂HPO₄,  g 005  NaCl,g 0,1 , MgSO₄.7H₂O,MnSO₄ .7 H₂O, FeS0₄   7H₂O g ,0015 ,H₃BO₃ 0,6,agar g 15 pH 7,0-7,1

DICKEYA DADANII

E’ una Enterobacteriacea patogeno per le piante (sopratutto pomodoro)  Appartiene  al gMnClenere Dickeya, famiglia Enterobacteriaceae, ordine  Enterobacteriales, phylum Gamma Proteobacteria. Il genere comprende 8 specie. Il   germe era conosciuto con il nome di Erwinia chrysantemi. Il microrganismo è un fitopatogeno produttore di indigoidina in elevata quantità (Che& Coll.2010) la  cui produzione si evidenzia coltivandolo sul terreno YDC agar  così costituito: 1%  estratto di lievito, 2 % glucosio,2% carbonato di calcio ;agar 1,5 %,H₂O L 1(Dye 1968).Due altri terreni  utili per l’isolamento sono stati proposti da Zee & Coll. (2006) denominati  NG e NG+ MgCl_{2 .}4H₂ 0, con le seguenti formule : 1)NG:Nutrientagar+CaCl₂.2H₂0,MgCl₂.6 H₂ e  MnCl₂.4 H₂0 rispettivamente alla concentrazione   finale di  NG Medium: g 23 di Nutrient agar,10%  gli-cerolo , mg 0,4 ₂ Mn Cl₂ (2mM) ,H₂0 1 L. ,pH 6,5. Sterilizzazione a 121 °C per 10 minuti  Il periodo di incubazione è di 2-4 giorni

PHAEOBACTER COERULEUS

E’ un microrganismo Gram negativo con flagelli polari, ossidasi e catalasi negativo. Cresce  formando colonie blu  sul terreno Marine agar Difco 2219.Appartiene al genere Phaeobacter , famiglia  Rhobacteriaceae, ordine Rhobacteriales, classe  Alphaproteobacteria,phylum  Proteobacteria. Nel genere sono presenti altre 5 specie (Vandecandelaere & Coll,2014 ).La composizione del Marine agar  è la seguente : peptone g 0,5 ; estratto di lievito g 1,0; citrato ferrico g 0,1; NaCl  g 19,45; cloruro di magnesio g 8.8;solfato di sodio g  3,24; calcio cloruro g 1,8 ;cloruro di potassio g 0,55;bicarbonato di sodio g 0,16 ; bromuro di potassio  g 0,08; cloruro di stronzio g 0,034; acido borico g 0, 022; silicato di sodio g 0,004; fluoruro di sodio g 0,0024 ; nitrato d’ammonio  g 0, 0016; fosfato disodico 0,008;agar  g 15 ;  acqua distillata ml 1.000

PSEUDOMONAS  FLUORESCENS

Le Pseudomonas  fluorescens  sono batteri Gram negativi, ossidasi positvi facenti parte  del genere Pseudomonas, famiglia Pseudomonadaceae, ordine Pseudomonadales, classe Gamma Proteobacteria, divisione Gracilicutes, Regno Procariota. Nel genere sono presenti 213 specie. P seudomonas fluorescens è un germe aerobio obbligato presente in  diversi habitat come le piante, il suolo e le acque. Il nome deriva dal pigmento verde fluorescente denominato pioverdina. I ceppi della specie sono mobili per mezzo di molteplici flagelli polari. Elaborano  sideofori siderocromici per procurarsi il Ferro necessario per la loro crescita. Diversi ceppi sono usati in agricoltura per le loro proprietà anti-batteriche , antifungine e antitossine. Sono anche in grado di distruggere contaminanti chimici come idrocarburi policiclici aromatici, stirene, TNT e idrocarburi. Il genere Pseudomonas è composto da numerose specie di pseudomonas e in base alla  determinazione dei caratteri fenotipicii  di 305 ceppi di Pseudomonas Molin & Coll. (1986) hanno individuato  4 gruppi (clusters) di Pseudomonas fluorescens  precisamente : P.fuorescens biovar 1(I), biovar 2 (II), biovar 3(III), biovar 4(IV) ai quali è stato poi aggiunto il biovar V. Questa  suddivisione tassonomica resta ancora quella di identificazione più rispondente ai fini pratici rispetto a quelle  basate sul sequenziamento di  di frazioni del DNA pubblicate  da  Moore 1996),Anzi &  Coll. (2000).Yamamoto & coll. (2000) e da Mulet & coll.(2010). Le quali pur essendo di elevato  contenuto scientifico non hanno   sequenziato il DNA e  altri geni di  Pseudomonas lemonnieri, produttore di pigmento blu  classificato come biovariante IV da Molin & Coll,(1986). Poichè questo ceppo si è reso responsabile di chiazzature blu di alimenti di origine animali (formaggi tipo mozzarelle, prodotti  di salumeria e di carni fresche), si è ritenuto utile riportare la cronologia degli eventi oltre alla indicazione dei terreni  di coltura utilizzabili per il suo isolamento. La  prima segnalazione di mozzarelle chiazzate di blu   è stata segnalata  nei  2000  (Cantoni & Coll. 2000, )  ,e altra  sono state segnalate in anni successivi  (Cantoni & Coll.2003;2006).Oltre alle mozzarelle  , chiazzature blu si sono verificate anche a danno di tagli di carne fresca suina, di prosciutti freschi destinati alla cottura e di carcasse di conigli ( Cantoni & Coll.(2008). La formazione del  p biovar da parte di Molin & Coll (1986)  si basò sulla determinazione dei caratteri fenotipici di 16 ceppi ,dei quali 2 denominati P.lemonnnieri provenienti da due ceppi provenienti da due ceppoteche nazionali e dall’analisi di 14 ceppi produttori di pigmento blu. Identificato da da Kun & Coll,Starr&Coll. (1966) e Starr (1967), P.lemonnieri è stato isolato e descritto  nel 1913 da Lasseur .In un primo tempo la sua posizione tasson omica fu discussa da Hugo & Coll. (1957) e da Starr &Coll.(1960) poi Steiner & Coll. posizionaro il microrganismo  come biotipo F di Pseudomonas fluorescens, a sua volta poi identificato nel biovar IV da Molin & Coll. (1986).Oltre va Hugo &  Coll. (1956)né stato isolato dal suolo da  Veron & Coll.(1968),da  Skvortsova & Coll. (1979),da Matei & Coll. (2006). Il pigmento blu  fu identificato come indigoidina da Starr & coll.(1967 ). Dagli alimenti con chiazzature blu,è stato costantemente isolato un altra specie di Pseudomonas identificato come P.libanensis (Daboussi & Coll.(1999),una nuova specie isolata dalle acque  nel Li produttrice di un pigmento fenazinico verde scuro solubile  in acqua,i dentificato come PCA o fenazina-1-acido carbossilico (Saini & Coll.2008). A partire dal 2010 nel nostro paese si  sono verificati numerosi casi di colorazioni blu in mozzarella  dai campioni esaminati si sono isolati  pulso tipi responsabili della colorazione  blu impartita  dal pigmento insolubile blu ( Martin & Coll. 2011,Nogarol & Coll.2013;Andreani & Coll.2014).Infine Caputo & Coll. (2015)hanno identificato il pigmento prodotto dai  ceppi come  indigoidina riconfermando la identificazione precedentemente riportata dai ricercatori citati precedentemente. Per il controllo sistematico delle produzioni necessario per escludere la presenza nelle acque e nei liquidi di governo  si deve disporre di terreni colturali solidi atti ad evidenziare la eventuale del microrganismo in grado di garantire la produzione dl pigmento blu .In proposito sono stati proposti i seguenti terreni: 1) YDC agar contenente : estratto di lievito Difco 1%,glucosio 2%, , carbonato di calcio purificato 2%, agar Difco1,5 %.Acqua 100 ml.(Starr & Coll.(1967),2) terreno di Xinhiu & Coll.: triptonem8-12 g, estratto di lievito 4-6 g., acqua ml 1.000,agar 18   g..3)R2A Reasoner & Coll.(1985):  0,5 estratto di lievito, g 0,5 Difco  proteose peptone no 3 Difco,g 0,5 Casamino Acids (Difco), g 0,5 glucosio, g 0,5 amido solubile ,g  0,3 K₂ HPO₄,g 0.05 Mg SO₄.7H₂O, g 0,3 sodio piruvato, g 15 , H₂O distillata, ph 7. 4) Potato destrose agar :g 4 di estratto di patata, g 20 destrosio, g 15 agar, acqua 1000 ml. 5) Mascarpone  agar:   g 500  mascarpone, g 5 estratto di lievito, g 20   destrosio, g 18 agar, acqua distillata l 1.000 (Cantoni & Coll.2000)

SHEWANELLA VIOLACEA

E’ un batterio Gram  negativo, ossidasi  positivo, aerobio. anaerobio facoltativo eterotrofo, mobile con un flagello polare. Appartiene al genere  Shewanella, famiglia Shewanellaceae, ordine Alteromonadales, classe  Gamma Proteobacteria. Il ceppo produce  pigmento indigoidina sul   terreno Marine broth 2216 Difco così modificato ;Terreno MB + g 0,5 %  estratto di lievito, 0,2 % Casaminoacid Acid + agar g 1,5 %.(Kobayashi & Cll.(2007).

SINOMONAS  ATROCYANEA (già Arthrobacter atrocyanea)

Le cellule microbiche sono Gram variabili e la loro morfologia muta da cocco a bastoncino. Sono aerobie e mesofile. Producono indigoidi-na crescendo sul terreno YDC  incubato a 30° C con formula : g  20 di carbonato di calcio sminuzzato finemente, g 20 glucosio, agar  g 15 o 18.H₂O  1L . Appartiene  al genere Sinomonas con altre  50 specie.Il genere fa parte della famiglia  Micrococcaceae, ordine Actinomycetales, sottoclasse  Actinobacteridae, classe Actinobacteria, phylum Actinobacteria. (Zhou & Coll.2009).

VOGESELLA INDIGOFERA

Il  batterio è un aerobio Gram negativo produttore di indigoidina .Appartiene al genere  Vogesella con altre 5 specie ( Grimes  & Coll.1997)Il genere fa parte della famiglia delle Neisseriaceae,ordine Neisseriales,classe Beta  Proteobacteria, phylum  Proteobacteria. Il germe è mobile  con flagello polare e con forma di bastoncino. Si presenta solo, appaiato in corta catena, occasionalmente con forma vibroide .Le colonie si sviluppano su terreno PCA dapprima con colorazione gialla che vira al blu dopo 24 -48 he il pigmento è appunto indgoidina ( C₁₀ H₈ N₄O₄ o 5,5^ì-diamino-4,4^’ – diidrossi -3,3^’-diazadifenochinone-2,2^’.

Conclusioni

Come  è stato segnalato in precedenza la difficoltà dell’isolamento dei batteri produttori di indigoidina è rappresentato dalla mancanza di un terreno di uso comune sul quale i batteri possano sintetizzare il pigmento e rendersi cosi  rapidamente identificabili. Nel  settore lattiero caseario si usa il mascarpone agar  che  consente  lo sviluppo di colonie di Pseudonas specie produttrici sia di indigoidina che di fenazine. Sarebbe  interessante valutare anche il comportamento del terreno Marine agar come tale o addizionato di glutammina che dovrebbe favorire la formazione del pigmento blu dei ceppi biovar IV- La messa a punto di un terreno rispondente a questo scopo è di fondamentale importanza per conoscere la presenza del microrganismo nelle acque e nei liquidi di governo per la prevenzione della  contaminazione.

BIBLIOGRAFIA

Andreani N.A.;Martino M.L.;Fasolato L:& Coll. (2014) Food Microbiol.39,116-126. 

Anzai Y.;Kim H.; Park j. & Coll. (2000) Int.J.Syst.Evol.Micrbiol.  50.1563-1589.

Cantoni C.;Marchisio E.;Galli M.(2000) ind.alim.39,586-588

Cantoni C.; Stella S. ;Cozzi M.;& Coll.(2003) Ind:Alim.42,840-843.

Cantoni C.; Soncini G.; Milesi S. & Coll. (2006)Ind.Alim.45.276-281.

Cantoni C.; Milesi S.;Pirani S. &  Coll. (2008) Ind.Alim.47,29-32,

Caputo L.; QuinteriL:; Bianchi D.M:& Coll. (2015) Food MicrobC.S. iol.46,15-24 .

Chu M.K.;Lin  L.F. Twu  C.S. & Coll.(2010)Microbiol. Res.165, 483-495

Dabboussi.. (1999) int.J.Syst. bacteriol. 49,1091-1101,

Elezari-Volcani B.(1939) Arch.Mikrobiol.10,343-358.

Ensign J:C:.; Rittenberg S,C. (1963) Arch.Microbiol. 47,137-153

EPPO (2010) Bulletin 40, n.3.353-364.

Ftayeh R.M.,; von Tiedemann A.;Rudolph W.E.(2011) Phytopathology 1355- 1360.

Grimes D.Y. ;Woese C.R.;Mc Donnell M.T.& Coll.(1997) Int.J.Syst.Bacteriol.47,19-27. 

Hilario E.; Buckley  T; Young  J .(2004)  Antoine Van Leewenhoek 85,51.64.

Hugo   W.B.; Turner M.  (1957) J.Bact.73,154-157.

Knackmuss H.J.; Cosens  G.; Starr M.. (1969) Eur. J.Biochem.10,90-95.

Kobayashi H.;Nogi  Y.;HorikoshAi K. (2007) Extremophiles  11,245-250

Kuhn R.; Starr M.(1960) Arch.Microbiol. 36,175-181.

Kuhn  R.,Bauer H.;Knackmuss H.J. (1965) Chem.Ber.98,2139-2153

Lee Y.A.;Yu  C:P. (2006) J.Microbiol.Methods 64,200-206.

Martin N.H.; Murphy S.C.;Ralyea  R.D. & Coll. (2011) J.Dairy Sci.94,3176-3183

Molin G.; TernstromA, (1986) Int.J.Syst.Bacteriol.36, 257-274.

Moore E.R.B.; Mau M.;Amscheidt A. & Coll.(1996) Syst.Appl-Micro-biol.19,465-643.

Mulet M.; Lancat J.; Garcia Valdes (2010) Env.Microbiol.12,1513-1530.

Nogarol C.; Acutis P.L.; Bianchi D.M. Coll.(2013) J.Food Prot.76.500- 504

Reasoner D.J.;Geldreich E.E. (1985) Appl.Env.Microbiol. 49,1- 7.

Saini H.S:;Barragan-Huerta B.E.;Lebron-Paler A. & Coll.(2008) J.Nat.Prod. 71,1011-1015.

Stainer  R.Y.; Palleroni N.J.Doudorof M (1966)J.gen.Microbiol.43,159- 27.

Starr M.P.( 1958) Arch.Microbiol,30,325-334.

Starr M.P; Cosens  G.(1966) Appl. Microbiol.14,870-872.

Starr M.P.;Knacmuss H.J. ; Codens G. (1967) Arch.Microbiol, 59,287-294.

Vandecandelaere I.; Segaert E.;Mollica A.&Coll. (2009) Int.J:Syst:Evol.Microbiol. 59,1209-121.

Yamamoto S.; Kasai H.; Arnold  D.L.& Coll. (2000) Microbiology 146,235-2394

Zhou Y;Wei W.; Wang X. & Coll.(2002)Int.J.Syst.Evol.Micrbiol.59,259 -263-